Parametri biochimici del cucciolo e del gattino: differenze con gli adulti (SECONDA PARTE)

Eccoci con il proseguimento della “pillola” precedente relativa alle alterazioni fisiologiche biochimiche nei cuccioli e nei gattini: completiamo il quadro con l’apparato urinario, il metabolismo del calcio- fosforo e gli elettroliti.

APPARATO URINARIO

La funzionalità renale viene solitamente valutata mediante la misurazione delle concentrazioni sieriche di creatinina e di urea e questi due parametri sia nei cuccioli che nei gattini si presentano differenti rispetto all’adulto; ciò avviene a causa dell’immaturità del rene (sia del comparto glomerulare che tubulare) e per la ridotta massa muscolare di questi giovani soggetti.

Al momento della nascita, il rene è ancora immaturo: nella specie canina la nefrogenesi si completa attorno alle 2-3 settimane e per questa ragione i cuccioli hanno una capacità limitata di concentrare e diluire le urine in risposta ai cambiamenti della volemia nelle prime settimane di vita. Nel gatto i tempi di maturazione dell’apparato urinario non sono noti.

Urea: nei primi giorni di vita, i valori di urea – BUN sono più elevati rispetto agli adulti: un’ipotesi per spiegare l’iperazotemia è la disidratazione (azotemia pre-renale) dovuta all’incapacità del rene di rispondere prontamente ai cambi di volemia. Con il passare dei giorni, i valori di urea si abbassano progressivamente, fino a raggiungere concentrazioni inferiori rispetto agli adulti. In questo caso vi sono diverse possibili spiegazioni: immaturità del fegato nel compiere il ciclo dell’urea, aumento del volume di plasma circolante che ne riduce la concentrazione plasmatica, aumento della GFR sono quelle più probabili. Nei gattini, valori bassi di urea persistono fino alle 8 settimane, mentre nel cane è possibile riscontrarli fino ai 6 mesi di età (Von Dehn. 2014).

Creatinina: come per l’urea, i valori di creatinina sono più elevati alla nascita in entrambe le specie e progressivamente scendono fino al di sotto dell’intervallo di riferimento degli adulti, fino alle 8 settimane. Questa diminuzione è dovuta alla ridotta massa muscolare di questi soggetti (ridotto catabolismo muscolare che coinvolge la creatinina come prodotto di scarto).

 

L’ESAME DELLE URINE: analisi chimica e microscopica del sedimento

Il peso specifico urinario (PS) nella specie canina si aggira intorno ai 1.006–1.017 fino alle 4 settimane di età raggiungendo poi i valori pari agli adulti (PS > 1030) dopo le 8 settimane di vita (Crawford, 1990) a causa dell’immaturità del tubulo renale; questo dato non è stato confermato in un recente lavoro di Melandri et al. (2020) in cui viene riportato che i cuccioli di razza alano presentano un PS medio di 1.027 già partire dai 28 giorni di età. Sempre a causa dell’immaturità del tubulo renale è possibile riscontrare pH acido nelle prime settimane di vita (Melandri et al., 2020).

La glicosuria è considerata un reperto frequente nei cuccioli al di sotto delle 8 settimane (Crawford, 1990) anche se, sia nel lavoro di Faulks e Lane (2003) che di Melandri et al. (2020), in nessun cucciolo nel corso dei primi mesi di vita (dalla nascita fino a 24 settimane) si è riscontrato questo dato. Per quanto riguarda la proteinuria una positività al pad è stata riscontrata più comunemente in soggetti inferiori alle 3 settimane (Faulks e Lane, 2003) benché non sia stato possibile escludere con certezza una proteinuria post-renale (da flogosi) o errori analitici (false positività per urine concentrate o con pH alcalino).

Alla valutazione microscopica del sedimento di urine ottenute per minzione spontanea, sono di comune riscontro cellule epiteliali (sia superficiali provenienti dall’uretra distale che di transizione) e leucociti: Faulks e Lane (2003) riportano che il 44% dei campioni esaminati di cuccioli al di sotto delle 12 settimane di età presenta 10 leucociti per campo a 40x (HPH), soprattutto in soggetti di sesso femminile. Non è stato possibile escludere con certezza la presenza di infiammazione del tratto genito-urinario; vi può essere una predisposizione alle infiammazioni – infezioni a causa dell’ambiente più “sporco” in cui vivono i cuccioli e per la mancanza di grooming.

 

METABOLISMO CALCIO – FOSFORO ED ELETTROLITI

Valori elevati di calcio si osservano nel periodo di crescita di entrambe le specie sia per effetto dell’ormone della crescita (GH) sia per la presenza nel latte di alte concentrazioni di parathyroid hormone – related peptide (PTH-rp) che mima l’azione del paratormone, andando ad agire a livello di assorbimento e trasporto del calcio. Valori elevati di calcemia si osservano almeno fino alle 8 settimane di età e in cani di taglia grande anche per periodi di tempo più lunghi (fino a 1 anno) mentre nei gattini fino ai 3 mesi. È importante ricordare che nei soggetti con ipoalbuminemia (reperto non infrequente nei cuccioli – gattini al di sotto delle 4 settimane di età) è possibile avere valori di calcemia totale normali.

L’iperfosfatemia è secondaria all’azione del GH che agisce a livello renale, riducendo l’escrezione di fosforo. Nel cane i valori persistono elevati per tutto il periodo di crescita fino a un anno di età; anche nel gatto i livelli di fosforo sono aumentati fino all’anno di età, raggiungendo le concentrazioni più elevate intorno all’ottava settimana di vita.

I valori di sodio e cloro non presentano differenze significative rispetto agli adulti.

Per quanto riguarda il potassio, è possibile riscontrare ipokaliemia poiché, a differenza del cane adulto, sugli eritrociti del cucciolo è presente la pompa Na-K ATPasi che aumenta le concentrazioni intraeritrocitarie di potassio che possono quindi risultare inferiori nel plasma. Per questa ragione, in caso di emolisi o ritardata centrifugazione del campione, è invece possibile osservare pseudo-iperkaliemia (Rørtveit et al. 2015).

 

Di seguito, gli intervalli di riferimento di gattini e cuccioli riportati dalla Letteratura.

Intervalli di riferimento dei gattini dalla nascita fino ai 56 giorni. Da: Levey et al. Effect of age on reference intervals of serum biochemical values in kittens. JAVMA, Vol 228, No. 7, April 1, 2006. NB: gli intervalli di riferimento riportati tra parentesi sono relativi a gattini che non hanno ricevuto il colostro.

Intervalli di riferimento dei cuccioli dalla nascita fino alle 8 settimane. Da: Rosset at al. Age-related changes in biochemical and hematologic variables in Borzoi and Beagle puppies from birth to 8 weeks. Vet Clin Pathol 41/2; 272–282. 2012

Intervalli di riferimento dei cuccioli dai 16 ai 60 giorni. Da: Rørtveit et al. Age-related changes in hematologic and serum biochemical variables in dogs aged 16–60 days. Vet Clin Pathol 44/1; 47–57. 2015

 

Dr.ssa Giulia Mangiagalli, DVM – Dr.ssa Silvia Rossi, DVM dipl. ECVCP

 

Bibliografia

  • Crawford, M.A. The urinary system. In Veterinary Pediatrics: Dogs and Cats from Birth to Six Months, 3rd ed.; Hoskins, J.D., Ed.; WB Saunders: Philadelphia, PA, USA, 1990; pp. 271–292.
  • Faulks and Lane. Qualitative Urinalyses in Puppies 0 to 24 Weeks of Age. J Am Anim Hosp Assoc 2003;39:369–378.
  • Levey et al. Effect of age on reference intervals of serum biochemical values in kittens. JAVMA, Vol 228, No. 7, April 1, 2006
  • Melandri et al. Urinalysis in Great Dane Puppies from Birth to 28 Days of Age. Animals 2020, 10, 636
  • Rosset at al. Age-related changes in biochemical and hematologic variables in Borzoi and Beagle puppies from birth to 8 weeks. Vet Clin Pathol 41/2; 272–282. 2012
  • Rørtveit et al. Age-related changes in hematologic and serum biochemical variables in dogs aged 16–60 days. Vet Clin Pathol 44/1; 47–57. 2015
  • Von Dehn. Pediatric Clinical Pathology. Vet Clin Small Anim 44; 205–219. 2014


Parametri biochimici del cucciolo e del gattino: differenze con gli adulti (PRIMA PARTE)

Come abbiamo visto nella “pillola” precedente, è di grande importanza essere a conoscenza delle differenze degli intervalli di riferimento che esistono tra cuccioli – gattini e adulti.  Le cause di queste differenze sono da ricercarsi nel passaggio dalla vita fetale alla vita extrauterina, nell’alimentazione (colostro, latte), nell’immaturità di alcuni processi metabolici e nell’azione di alcuni ormoni, come l’ormone della crescita (GH) e il paratormone. I lavori pubblicati in letteratura che hanno determinato gli intervalli di riferimento dei comuni parametri biochimici nei cuccioli e nei gattini sono pochi e in alcuni casi riportano risultati discordanti e i laboratori in genere non forniscono intervalli di riferimento diversificati per fasce di età. Per questo è utile conoscere la patogenesi delle “alterazioni” clinico patologiche presenti nei giovanissimi, di modo da interpretare correttamente i risultati che sembrano patologici utilizzando gli intervalli di riferimento dell’adulto.

Alla nascita, la maturazione del fegato è incompleta, comportando capacità limitate nella gluconeogenesi, nello stoccaggio del glicogeno e nei processi di detossificazione (ciclo dell’urea).

Glucosio: i cuccioli e i gattini hanno una capacità limitata nella regolazione della glicemia fino ai 4 mesi di età a causa di una relativa insensibilità all’insulina e di una ridotta capacità stoccare il glicogeno e di attingere ad altre fonti di energia, come tessuto adiposo e amminoacidi. Valutando gli intervalli di riferimento specifici però non si evidenziano differenze statisticamente significative con gli adulti probabilmente perché i soggetti inclusi negli studi non erano mai a digiuno di 12 ore, in quanto avrebbero rischiato di diventare ipoglicemici. Altri analiti che risultano difficilmente confrontabili con i valori dell’adulto per la stessa ragione (mancato digiuno) sono gli acidi biliari che hanno concentrazioni simili agli adulti. Ancora il mancato digiuno è la più probabile spiegazione per i valori di trigliceridi e colesterolo, che risultano più alti rispetto agli adulti (lipemia post-prandiale). Nei primi 3 giorni di vita può essere riscontrata comunemente nei cuccioli una ipocolesterolemia.

Bilirubina: sia nei cuccioli che nei gattini è possibile osservare un aumento della bilirubinemia nei primi giorni, fino a 1 settimana di vita (nei gattini). Così come accade nel neonato si è ipotizzata come causa la ridotta capacità di un fegato immaturo di gestire la “voluminosa” emocateresi secondaria alla policitemia relativa presente al momento del parto associata all’emivita più corta degli eritrociti fetali.

ALP: i valori di fosfatasi alcalina risultano essere più elevati rispetto agli adulti sia per l’assunzione del colostro (a partire da 24 ore per 2-3 giorni) sia come risultato dell’aumentata attività osteoblastica (isoenzima osseo, B-ALP); valori elevati si osservano comunemente oltre le 8 settimane di vita fino a una completa normalizzazione intorno a 1-2 anni (Von Dehn, 2014). Nella specie canina, in seguito all’assunzione del colostro, si osserva un notevole aumento di ALP (fino a 30 volte il limite superiore, Center et al., 1991): non è del tutto chiaro se perché il colostro ne contiene grandi quantità o se la sua assunzione stimola la sintesi di questo enzima. In ogni caso, la misurazione di ALP può essere utilizzata come marker per valutare un’ottimale assunzione del colostro nei cuccioli. Altro analita che può essere utilizzato per questo scopo è la GGT, contenuta in elevate quantità nel colostro, che può raggiungere concentrazioni fino a 100 volte il limite superiore nei primi 2-3 giorni di vita (Center et al., 1991). Invece, per quanto riguarda la specie felina, solamente la ALP raggiunge valori significativamente elevati in seguito all’assunzione del colostro (Crawford et al., 2006).

Albumine – proteine totali – globuline: in entrambe le specie, i valori di albumina e proteine totali sono più bassi rispetto agli adulti fino alle 4 settimane a causa della parziale capacità di sintesi delle albumine da parte del fegato. Invece l’aumento delle globuline è progressivo, riflettendo una graduale maturità del sistema immunitario in risposta alla stimolazione antigenica, acquisita con la crescita.

ALT- amilasi – lipasi – AST, solo nel cane: nella specie canina, non si evidenziano differenze significative con gli adulti, mentre nel gatto questi enzimi risultano essere più bassi fino alle 8 settimane.

AST- CK – LDH: nel gattino, i valori di questi enzimi (nel cucciolo solo la CK) risultano essere molto elevati 24 ore dopo il parto, ipotizzando un danno muscolare al momento del travaglio per le contrazioni uterine. I valori di CK (e LDH nel gattino) scendono progressivamente, persistendo elevate fino alle 8 settimane.

Di seguito, gli intervalli di riferimento per cuccioli e gattini riportati in Letteratura.

Intervalli di riferimento dei gattini dalla nascita fino ai 56 giorni. Da: Levey et al. Effect of age on reference intervals of serum biochemical values in kittens. JAVMA, Vol 228, No. 7, April 1, 2006. NB: gli intervalli di riferimento riportati tra parentesi sono relativi a gattini che non hanno ricevuto il colostro.

Intervalli di riferimento dei cuccioli dalla nascita fino alle 8 settimane. Da: Rosset at al. Age-related changes in biochemical and hematologic variables in Borzoi and Beagle puppies from birth to 8 weeks. Vet Clin Pathol 41/2; 272–282. 2012

Intervalli di riferimento dei cuccioli dai 16 ai 60 giorni. Da: Rørtveit et al. Age-related changes in hematologic and serum biochemical variables in dogs aged 16–60 days. Vet Clin Pathol 44/1; 47–57. 2015

 

Nella prossima “pillola”, affronteremo i parametri biochimici relativi al metabolismo del calcio- fosforo, elettroliti e all’apparato urinario.

 

Dr.ssa Giulia Mangiagalli, DVM – Dr.ssa Silvia Rossi, DVM dipl. ECVCP

 

Bibliografia

  • Center et al. Effect of colostrum ingestion on gamma-glutamyltransferase and alkaline phosphatase activities in neonatal pups. Am J Vet Res. 1991 Mar;52(3):499-504.
  • Crawford et al. Evaluation of surrogate markers for passive transfer of immunity in kittens. JAVMA, Vol 228, No. 7, April 1, 2006
  • Levey et al. Effect of age on reference intervals of serum biochemical values in kittens. JAVMA, Vol 228, No. 7, April 1, 2006
  • Rosset at al. Age-related changes in biochemical and hematologic variables in Borzoi and Beagle puppies from birth to 8 weeks. Vet Clin Pathol 41/2; 272–282. 2012
  • Rørtveit et al. Age-related changes in hematologic and serum biochemical variables in dogs aged 16–60 days. Vet Clin Pathol 44/1; 47–57. 2015
  • Von Dehn. Pediatric Clinical Pathology. Vet Clin Small Anim 44; 205–219. 2014


L’Esame Emocromocitometrico nel Cucciolo e nel Gattino: principali differenze con gli adulti

L’interpretazione dei risultati emato – biochimici nei cuccioli e nei gattini prevede particolari attenzioni; bisogna essere a conoscenza delle alterazioni fisiologiche che avvengono alla nascita in seguito alla necessità di adattarsi rapidamente alla vita extra-uterina e in conseguenza del loro rapido accrescimento. Sono necessari intervalli di riferimento specifici per individuare fino a che punto un’alterazione, come ad esempio l’anemia, possa essere considerata fisiologica oppure patologica. Un altro approccio utile al fine di poter interpretare il risultato di un test in cuccioli e gattini, soprattutto se non sono noti gli intervalli di riferimento relativi all’età, è quello di paragonarlo al risultato ottenuto in uno o più fratelli della stessa cucciolata: se si riscontra un’anomalia in più soggetti, potrebbe non essere patologica ma rientrare all’interno della loro “normalità” (a meno che tutta la cucciolata sia affetta dalla stessa patologia congenita).

Di seguito le tabelle, riportate da “Weiss et al. Schalm’s Veterinary Hematology. 6th ed. 2010”, con gli intervalli di riferimento stabiliti per l’ematologia dei gattini (fino alle 18 settimane) e nei cuccioli (fino ai due mesi).

Quali alterazioni “fisiologiche” possiamo riscontrare nell’esame emocromocitometrico nei cuccioli e dei gattini?

  • Ematocrito (HCT), emoglobina (HGB), numero di eritrociti: i cuccioli e i gattini appena nati hanno valori di HCT superiori rispetto agli adulti per la presenza di eritrociti fetali che hanno dimensioni maggiori (MCV più elevato); nella specie canina a partire dai tre giorni di vita i parametri eritocitari cominciano ad abbassarsi, fino a raggiungere valori di 26-30% di HCT attorno alle 4-6 settimane di età, per poi risalire gradualmente nei mesi successivi, fino a raggiungere i valori di normalità dei soggetti adulti a partire dalle 8 settimane secondo Rosset et al. (2012) e dai 6 mesi secondo von Dehn (2014). Nei gattini in 1-4 mesi si ha il completo raggiungimento dei valori normali dei gatti adulti (Rizzi et al., 2010). Le ragioni dell’apparente anemia (rispetto ai valori dell’adulto) delle prime settimane di vita sono legate all’emivita più corta degli eritrociti e alla necessità di espandere il volume di sangue circolante vista la crescita rapida dei soggetti; la maggiore richiesta di eritrociti da parte dell’organismo non riesce ad essere evasa dal midollo non del tutto maturo; è possibile osservare in circolo eritrociti nucleati, corpi di Howell- Jolly e corpi di Heinz (solo nei gattini).
  • Volume corpuscolare medio (MCV): sia nei cuccioli che nei gattini, comunemente gli eritrociti hanno un volume maggiore (“macrociti”) fino a 3 settimane di età nei cani e fino a 1-4 mesi nei gatti (Rizzi et al., 2010); questi eritrociti fetali vengono progressivamente sostituiti dagli eritrociti “normali” nelle settimane successive.
  • Reticolociti: sia i gattini che i cuccioli (fino alle 8 settimane) presentano una conta reticolocitaria maggiore di 60 – 70.000/ microlitro, che scende ai valori normali dei cani adulti a 5-6 mesi di età (Rizzi et al., 2010).
  • Leucociti: riguardo a questo dato ci sono informazioni contrastanti in letteratura, soprattutto per la specie canina. Il lavoro di Rørtveit et al. (2015) non evidenzia differenze statisticamente significative tra cuccioli e cani adulti nel numero assoluto dei leucociti. Mentre, un altro lavoro (Rosset et al., 2012) indica che fino alle 3 – 8 settimane di età è possibile riscontrare un aumento dei leucociti nei cuccioli, dato da una maggiore suscettibilità agli stimoli eccitativi – stressanti e immunitari (neutrofilia corticosteroidi – indotta, linfocitosi da rilascio di catecolamine e da stimoli immunitari). Nei gattini invece appena dopo la nascita il numero dei leucociti risulta essere normale e aumenta progressivamente fino ai 3-4 mesi di età (fino ad arrivare a 23.000 cellule/microlitro): le popolazioni leucocitarie sono rappresentate per il 50% da neutrofili e per il restante 50% da linfociti. Il numero assoluto de leucociti raggiunge valori normali di un gatto adulto circa a 5- 6 mesi di età (Rizzi et al., 2010).
  • Il numero di piastrine non presenza differenze statisticamente significative rispetto agli adulti per entrambe le specie.

 

Dr.ssa Giulia Mangiagalli, DVM – Dr.ssa Silvia Rossi, DVM, Dipl. ECVCP

 

Bibliografia:

  • Rizzi et al. Chapter 104: Normal hematology of the dog. In: Weiss et al. Schalm’s Veterinary Hematology. 6th ed. 2010
  • Rizzi et al. Chapter 105: Normal hematology of the cat. In: Weiss et al. Schalm’s Veterinary Hematology. 6th ed. 2010
  • Rørtveit et al. Age-related changes in hematologic and serum biochemical variables in dogs aged 16–60 days. Vet Clin Pathol 44/1; 47–57. 2015
  • Rosset at al. Age-related changes in biochemical and hematologic variables in Borzoi and Beagle puppies from birth to 8 weeks. Vet Clin Pathol 41/2; 272–282. 2012
  • Shifrine et al. Hematologic changes to 60 days of age in clinically normal beagles. Lab Anim Sci.;23: 894–898. 1973
  • Von Dehn. Pediatric Clinical Pathology. Vet Clin Small Anim 44; 205–219. 2014


Segni di Tossicità Neutrofilica nel Cane e nel Gatto

Cosa sono i segni di tossicità che vengono riportati talvolta nei referti degli esami emocromocitometrici e quale significato hanno?

Si tratta di alterazioni strutturali che si sviluppano a livello midollare prima che i neutrofili vengano rilasciati in circolo (Gosset et al, 1985) in conseguenza di difetti maturativi secondari a granulopoiesi accelerata. In risposta a una maggior richiesta da parte dell’organismo (in presenza di flogosi, rilascio di citochine infiammatorie e granulochine) aumenta infatti la produzione dei granulociti e si riduce il loro tempo di maturazione; quando questa richiesta è particolarmente importante (flogosi acuta e grave) compare nei granulociti neutrofili la “tossicità” che noi possiamo osservare al microscopio.

Queste alterazioni possono essere osservate sia nei granulociti neutrofili maturi (segmentati) che nelle forme più immature (bandati), in corso di neutrofilia, neutropenia o in assenza di alterazioni numeriche e possono essere associate o meno a left shift.

I segni di tossicità che si possono osservare a livello di striscio ematico (con colorazione di Romanowsky) possono interessare sia il nucleo (più raramente) che il citoplasma e sono riportati di seguito in ordine crescente di gravità:

  1. Basofilia citoplasmatica: colorazione del citoplasma azzurro – bluastra di intensità variabile, conseguente a una ritenzione o persistenza del reticolo endoplasmatico rugoso (RER) e di poliribosomi che dovrebbero scomparire nei granulociti neutrofili maturi. Se questa alterazione è presente solo nei granulociti neutrofili bandati e non nei segmentati, non è da interpretarsi come segno di tossicità ma dipende dall’immaturità della cellula stessa.
  2. Corpi di Dohle: inclusioni citoplasmatiche irregolari, rotondeggianti, angolari, di colazione blu- grigistra di circa 0.5-2 um di diametro, dati da aggregati lamellari persistenti del RER. Nel gatto, a differenza del cane, la loro sola e occasionale presenza può non essere indicativa di tossicità. Possono comparire inoltre come artefatti in seguito a ritardato allestimento del campione come fini puntini bluastri a partire già da 4 ore dal prelievo (Bau‐Gaudreault L e Grimes CL, 2019)
  3. Vacuolizzazioni citoplasmatiche: aree irregolari non delimitate da membrana che conferiscono un aspetto schiumoso al citoplasma, date dalla dispersione degli organelli e dalla degranulazione dei lisosomi a livello citoplasmatico per un danno alla membrana cellulare. La presenza di vacuolizzazioni può anche essere artefattuale, sia per ritardo allestimento del campione (degenerazione idropica) sia per contatto prolungato con l’anticoagulante EDTA (Gosset et al., 1984): in questi casi solitamente la basofilia è assente, le vacuolizzazioni tendono ad essere più nette e vi possono essere nuclei picnotici e irregolarità della membrana cellulare, aspetti che devono farci sospettare un’alterazione in vitro.
  4. Asincronia maturativa – displasia: caratteristiche discordi all’interno della stessa cellula, come nuclei segmentati (maturi) che presentano cromatina finemente granulare (immatura). Un esempio di tale alterazione è rappresentato dai granulociti neutrofili giganti; queste cellule, di dimensioni superiori a 14-20 um vengono rilasciate troppo rapidamente dal midollo osseo, saltando una divisione cellulare e perciò appaiono di dimensioni maggiori rispetto a un neutrofilo normale. Si osservano più frequentemente nel gatto e sono riportati anche in corso di discrasia del barboncino, infezione da FeLV e trattamento con chemioterapici. Anche i nuclei ad anello sono granulociti neutrofili displastici per accelerata e alterata granulopoiesi.
  5. Granuli primari: persistenza nei granulociti neutrofili maturi o bandati di fini granulazioni magenta che solitamente si osservano solo nei promielociti. È un reperto raro da osservare negli animali domestici, più frequente nei cavalli e nei ruminanti, dato da una maggior permeabilità di questi granuli alla colorazione, per la presenza di mucopolisaccaridi al loro interno.

Queste alterazioni sono associate a flogosi per lo più sistemiche, raramente localizzate, spesso di tipo batterico, ma non esclusivamente: patologie virali come la parvovirosi  e i virus delle prime vie respiratorie nel gatto, anemia emolitica immunomediata e coagulazione intravasale disseminata nel cane e alcuni disturbi metabolici, come l’insufficienza renale acuta, la chetoacidosi diabetica e la lipidosi (nel gatto), possono associarsi alla presenza di granulociti neutrofili con segni di tossicità, solitamente meno marcati rispetto a quelli dati da un fenomeno settico grave (Aroch I et al., 2005; Segev G et al., 2006).

Cani con gravi segni di tossicità, associati soprattutto a neutropenia, hanno un tempo di ospedalizzazione e un tasso di mortalità superiore (Aroch I et al., 2005), mentre la risoluzione della tossicità microscopica, in seguito a trattamento, viene interpretato come un fattore prognostico positivo (Schiltze, 2010).

Nel gatto, invece, i segni di tossicità sono associati a un maggior tempo di ospedalizzazione come nel cane, ma non hanno un valore prognostico negativo (Segev G et al., 2006).

Per valutare la gravità di queste alterazioni e conferirgli un significato clinico, si utilizza una classificazione semi – quantitativa basata sia sulla quantità di neutrofili interessati sia sulle alterazioni presenti nel singolo neutrofilo. Di seguito il grading riportato da Harvey JV, Veterinary Hematology, a Diagnostic Guide and Color Atlas (2012).

 

Segni di tossicità

 

Grading
Corpi di Dohle+
Basofilia citoplasmatica lieve+
Basofilia lieve + Corpi di Dohle++
Basofilia moderata + Vacuolizzazioni++
Basofilia marcata + Vacuolizzazioni

(+ Corpi di Dohle)

+++
Basofilia con granuli primari evidenti

(+ Corpi di Dohle)

+++
 

Lieve: 5-10%; Moderata: 11-30%; Grave: >30%

 

 

Dr.ssa Giulia Mangiagalli, DVM – Dr.ssa Silvia Rossi, DVM dipl. ECVCP

 

Bibliografia:

  • Aroch I et al. Clinical, biochemical, and hematological characteristics, disease prevalence, and prognosis of dogs presenting with neutrophil cytoplasmic toxicity. J Vet Intern Med 2005; 19:64–73
  • Bau‐Gaudreault L, Grimes CL. Effect of time and storage on toxic or pseudo‐toxic change in canine neutrophils. Vet Clin Pathol. 2019; 48:400–405.
  • Gosset KA, MacWilliams PS. Ultrastructure of canine toxic neutrophils. Am J Vet Res. 1982 Sep;43(9):1634-7.
  • Gosset KA and Carakostas MC. Effect of EDTA on morphology of neutrophils of healthy
    dogs and dogs with inflammation. Vet Clin Pathol. 1984; 13, 3:22-25.
  • Gosset KA et al. Sequential morphological and quantitative changes in blood and bone marrow neutrophils in dogs with acute inflammation. CanJComp Med 1985; 49:291-297.
  • Harvey JV. Chapter 5: Evaluation of leukocytic disorders. In: Veterinary Hematology, a Diagnostic Guide and Color Atlas. First Edition. 2012
  • Schiltze E. Chapter 48: Interpretation of canine leukocytes response. In: Weiss DJ, Wardrop KJ. Schalm’s Veterinary Hematology. Sixth edition. 2010
  • Segev G et al. Toxic neutrophils in cats: clinical and clinicopathologic features, and disease prevalence and outcome – a retrospective case control study. J Vet Intern Med 2006; 20:20–31
  • Stockham L, Scott MA. Chapter 2: Leukocytes.In: Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology. Second Edition. Blackwell Publ. Ames. 2008.
  • Valenciano A et al. Chapter 49: Interpretation of feline leukocytes response. In: Weiss DJ, Wardrop KJ. Schalm’s Veterinary Hematology. Sixth edition. 2010
  • Eclinpath.com. https://eclinpath.com/hematology/morphologic-features/white-blood-cells/toxic-change/. Ultimo accesso 06.01.21


La Pannicolite in Citopatologia: facciamo attenzione ai FALSI POSITIVI

Il termine PANNICOLITE comprende un gruppo eterogeneo di patologie multifattoriali caratterizzate da flogosi e, spesso, degenerazione/necrosi del tessuto adiposo sottocutaneo (Gross TL et al., 2005). Frequente nel cane e nel gatto, si presenta come una lesione nodulare sottocutanea singola o multipla, generalmente di consistenza dura, protrudente o non protrudente, ben delimitata, adesa o meno ai piani muscolari sottostanti (fissa o fluttuante), talvolta fistolizzata con fuoriuscita di materiale infiammatorio/necrotico giallo – brunastro oleoso. Le localizzazioni più frequenti sono a livello di torace, addome, collo e porzione prossimale degli arti. La pannicolite può, in una fase successiva, indurre una dermatite profonda o, viceversa, essere la conseguenza dell’estensione più profonda di un processo infiammatorio cutaneo (Jubb et al. 2016).

Dal punto di vista eziopatogenetico può essere di natura infettiva (batterica, micotica, parassitaria) o, più comunemente, non infettiva (sterile). Indipendentemente dalla causa iniziale, gli adipociti danneggiati rilasciano nel sottocute i lipidi presenti nel loro citoplasma; in questa sede avviene la loro lipolisi e saponificazione, con conseguente formazione di acidi grassi proinfiammatori, che potenziano la flogosi già in atto (Gross TL et al., 2005).

La pannicolite sterile può essere causata da: traumi, corpi estranei, reazioni immunomediate (inoculo di farmaci o vaccini (Figura 5 e Figura 6), lupus eritematoso sistemico SLE), deficit nutrizionali (es. carenza di vitamina E nel gatto), vasculiti, ustioni, pancreatiti o carcinomi pancreatici. Nel caso di lesioni pancreatiche, la pannicolite è conseguenza delle vasculiti indotte dalla liberazione degli enzimi pancreatici. Infine, è descritta una pannicolite sterile idiopatica nodulare.

Citologicamente la pannicolite è caratterizzata da una popolazione infiammatoria mista in cui prevalgono macrofagi di aspetto “schiumoso” e granulociti neutrofili, più o meno degenerati, su un caratteristico fondo “lipidico” in cui si osservano numerosi spazi rotondeggianti, di varie dimensioni, otticamente vuoti e adipociti maturi (Figura 1 e Figura 4). Frequente la presenza di piccoli linfociti e plasmacellule (soprattutto nelle reazioni post-vaccinali), cellule giganti multinucleate e cellule fusate di aspetto anche marcatamente reattivo (+++ nelle forme croniche) (Figura 2 e Figura 3). Si può infine osservare una quantità variabile di detrito necrotico.

In caso di pannicolite infettiva, è possibile l’identificazione dell’agente eziologico, ma ricordiamo che il loro mancato riscontro nei preparati citologici non consente di escludere una causa infettiva.

Tra gli agenti eziologici, causa di pannicolite, troviamo Nocardia spp, Actinomycess spp, Bartonella henselae (Rossi MA et al., 2015), Mycobacteria spp, Sporothrix schenckii (raro in Europa), Toxoplasma gondii, Dirofilaria repens. Sono spesso necessari esami colturali e l’esame istologico associato a colorazioni “speciali” per l’identificazione di batteri (colorazione Gram), batteri acido resistenti (Fite-Faraco, Ziehl–Neelsen), funghi (PAS, Grocott-Gomori) (Cowell RL et al., 2008 e Raskin RE et al., 2010).

Non raramente, soprattutto nella specie felina, la fibroplasia reattiva, associata a pannicolite, può essere così intensa da far sospettare un sarcoma (Figura 3). Nei campioni citologici prelevati da queste lesioni, le cellule fusate presenti possono essere caratterizzate da moderati/gravi caratteri di atipia (anisocitosi, anisocariosi, nucleoli multipli evidenti) tali appunto da suggerire una neoplasia a cellule fusate.

In un interessante studio (Kim HJ et al., 2011) viene descritto come sia stata fatta una diagnosi citologica errata di neoplasia in ben 7 cani su 10 con diagnosi istologica finale di pannicolite sterile. In questi campioni citologici falsi positivi provenienti da noduli singoli, ben delimitati e non fluttuanti, era presente una popolazione pressoché singola di cellule fusate pleomorfe con gravi caratteri di atipia.

Poiché talvolta tali quadri rischiano di farci commettere un falso positivo è consigliabile anche di fronte ad atipie marcate della popolazione mesenchimale, soprattutto in presenza dello sfondo lipidico classico e di una popolazione infiammatoria, comprendere tra le diagnosi differenziali oltre alla neoplasia mesenchimale un processo benigno quale la pannicolite o una grave fibroplasia reattiva e consigliare sempre l’esame istologico.

 

Dr. Gabriele Ghisleni, DVM dipl. ECVCP – Dr.ssa Marta Attini, DVM

 

Bibliografia:

  • Cowell RL, Tyler RD et al. Diagnostic cytology and hematology of the dog and cat. 3°edizione Mosby Elsevier, St.Louis, Missouri, 2008
  • Ghisleni G. Atlante di citologia diagnostica del cane e del gatto. Point Veterinaire Italie, Milano, 2006.
  • Ghisleni G. Pannicolite, Summa 2008
  • Gross TL et al. Skin Diseases of the Dog and Cat: Clinical and Histopathologic Diagnosis. 2°edizione Blackwell Science Ltd, Oxford, UK, 2005
  • Jubb, Kennedy and Palmer’s. Pathology of Domestic Animals. Volume 1. 6°edizione Elsevier Saunders, St.Louis, Missouri, 2016
  • Kim HJ et al. Sterile panniculitis in dogs: new diagnostic findings and alternative treatments.VetDermatol 22(4):352-359, 2011
  • Raskin RE, Meyer DJ. Canine and feline cytology – A Color Atlas and Interpretation Guide. 2°edizione Elsevier Saunders, St.Louis, Missouri, 2010
  • Rossi MA et al. Concurrent Bartonella henselae infection in a dog with panniculitis and owner with ulcerated nodular skin lesions. VetDermatol 26(1):60-63, 2015

 

Didascalie foto:

Figura 1. Cane MGG, 400X. Pannicolite. Popolazione cellulare mista con prevalenza di macrofagi schiumosi, linfociti, sparse singole cellule fusate reattive. Strutture rotondeggianti otticamente vuote riconducibili ad materiale lipidico (Ghisleni, 2008).

Figura 2. Cane MGG, 600X. Pannicolite. È presente una cellula gigante multinucleata (Ghisleni, 2008).

Figura 3. Gatto MGG, 400X. Pannicolite. Popolazione prevalente di cellule di aspetto mesenchimale interpretabili con fibroblasti e-o macrofagi – istiociti; si osserva una cellula gigante multinucleata. Non rari granulociti neutrofili.

Figura 4.  Gatto MGG, 400X. Pannicolite. Popolazione mista di macrofagi schiumosi e granulociti neutrofili non degenerati; sfondo granulare rosato con numerosi spazi otticamente vuoti.

Figura 5. Cane MGG, 400X. Pannicolite da inoculo. Sfondo ematico granulare rosato con vacuoli otticamente vuoti. Popolazione pressochè unica di cellule di aspetto mesenchimale (fibroblasti o cellule istiocitarie – macrofagiche); al centro dell’immagine si osserva fagocitosi di materiale color oro.

Figura 6. Cane MGG, 1000X, stesso caso foto 5. Fagocitosi del materiale inoculato a maggiore ingrandimento.


Lavaggio bronco-alveolare (BAL) nel cane e nel gatto

Il lavaggio bronco – alveolare (BAL) è un campionamento strumentale che consente di raccogliere materiale dalle vie respiratorie profonde ed è indicato in presenza di una patologia polmonare diffusa alveolare e/o interstiziale precedentemente evidenziata tramite esame radiografico e/o tomografico (Andreasen CB, 2003).

Il paziente viene contenuto in anestesia generale, l’esame broncoscopico indica la sede più adatta al prelievo. Questo si effettua mediante un catetere sterile di adeguata lunghezza inserito nel canale operatore del broncoscopio ed introdotto nel lume del bronco oggetto del prelievo. Il materiale cellulare, fisiologico e/o patologico delle vie respiratorie viene raccolto per via indiretta (lavaggio) (Andreasen CB, 2003).

Il lavaggio si effettua mediante l’introduzione nell’albero respiratorio di soluzione fisiologica tiepida in quantità differenti sulla base delle dimensioni del paziente e sul suo immediato recupero (15-30% del liquido inizialmente introdotto). Considerando che il prelievo viene effettuato in anestesia generale, raccogliere contestualmente un campione per la batteriologia, consente nel caso di sospetta flogosi batterica, di effettuare un esame colturale.

I liquidi ottenuti per il lavaggio sono molto acquosi, difficilmente fissabili all’aria e scarsamente cellulari. Pertanto, il liquido prelevato deve essere conservato refrigerato e inviato al laboratorio per la processazione entro brevissimo tempo (1-2 ore) (Nafe LA et al. 2011; Curran M et al. 2020).

Nel caso non sia possibile far pervenire immediatamente il campione in laboratorio, devono essere allestiti dei vetrini del sedimento in questo modo:

  • centrifugare ad un numero basso di giri il campione;
  • eliminare quasi completamente il surnatante;
  • aspirare il pellet sul fondo della provetta con una pipettatrice e depositarne una piccola quantità (2-3 microlitri) su vetrino;
  • strisciare il materiale utilizzando la tecnica di strisciamento utilizzata per gli strisci ematici;
  • asciugare molto rapidamente.

E’ opportuno inviare in ogni caso in laboratorio parte del campione in provetta K3EDTA unitamente agli strisci preparati. Nel caso in cui debba essere richiesto anche l’esame colturale, una parte del campione deve essere lasciato in siringa o in caso di trasporto prolungato messo in terreno di trasporto idoneo.

In condizioni normali i campioni citologici delle vie aeree profonde prelevati per BAL sono caratterizzati da cellularità moderata/scarsa e costituiti da muco, cellule dell’epitelio respiratorio, cellule infiammatorie (es. macrofagi alveolari). Le cellule dell’epitelio respiratorio sono rappresentate da cellule da colonnari a cuboidali (talvolta ciliate); cellule alveolari cilindriche con nucleo rotondo/ovale e citoplasma debolmente blu; cellule mucipare di forma cilindrica contenenti granuli di mucina citoplasmatici rotondeggianti da rosa a violetto. In alcuni casi i granuli di mucina distendono talmente il citoplasma da conferire alla cellula una forma rotondeggiante (“goblet cells”) (Figura 1).

Il muco presente sul fondo del vetrino può essere granulare di colore blu-violetto o filamentoso, talvolta addensato a formare le “spirali di Curschmann”, di colore violetto e di aspetto simile ad uno scovolino (Figura 2). Le spirali di Curschmann si possono riscontrare in pazienti con eccessiva e cronica produzione di muco e può indicare ostruzione bronchiolare.

I processi infiammatori di maggiore interesse sono di tipo neutrofilico, macrofagico, eosinofilico, linfocitario o misto.

Le flogosi neutrofiliche o purulente sono acute e generalmente ad eziologia batterica. Poiché il mancato riscontro di aspetti degenerativi dei neutrofili e l’assenza di batteri non consentono di escludere una patologia batterica, è fortemente consigliato eseguire anche un esame batteriologico, soprattutto in presenza di flogosi neutrofilica.

Le polmoniti batteriche sono generalmente caratterizzate dalla presenza di granulociti neutrofili con aspetti degenerativi e batteri fagocitati. Una comune infezione polmonare batterica è data da Bordetella bronchiseptica, citologicamente è possibile il riscontro dei coccobacilli pleomorfi aderenti alle cilia delle cellule dell’epitelio respiratorio (Canonne AM et al., 2016).

Nel cane i batteri più comunemente isolati oltre a Bordetella bronchispetica,  sono Mycoplasma, Pasteurella, Enterobcteriaceae e batteri anaerobi (Bacteroides/Prevotella, Preptostreptococcus anaerobius, Porphynomonas spp., Propionobacterius spp., Clostridium spp., Fusobacterium) (Johnson LR et al., 2013).

E’ frequente il riscontro in condizioni normali di batteri contaminanti. La distinzione fra un contaminante e un patogeno viene fatta sulla base dell’assenza di sintomatologia e mancanza di un quadro citologico flogistico associato, oltre che in base alla specie di batterio che viene isolato.

Numerosi sono i virus che possono causare infezioni delle vie respiratorie profonde nel cane e nel gatto. Tra questi adenovirus tipo 2 (CAV-2), herpesvirus del cane (CHV), parainfluenza virus del cane (CPiV), influenza virus del cane (CIV), coronavirus respiratorio del cane (CRCoV), pneumovirus del cane (CnPnV) e calicivirus nel gatto.

Il quadro citologico associato a una infezione virale è aspecifico, spesso caratterizzato dalla presenza di granulociti neutrofili non degenerati. Possibile un aumento del numero di linfociti presenti.

L’infezione virale è frequentemente associata a infezioni batteriche secondarie.

Nel cane viene identificato un complesso delle infezioni respiratorie che può includere varie associazioni fra i virus e i batteri sopra elencati (Day MJ et al., 2020).

Per l’esame batteriologico una parte del campione deve essere lasciato in siringa o in caso di trasporto prolungato va utilizzato un tampone che, dopo essere stato bagnato nel liquido di lavaggio, va inserito nel terreno di trasporto idoneo. Una volta effettuato il prelievo, il tampone va mantenuto a temperatura ambiente e deve giungere in laboratorio contestualmente al liquido. Eventuali terapie antibiotiche devono essere sospese almeno 3-5 giorni prima del prelievo.

Se l’anamnesi e il quadro clinico-patologico fanno sospettare una specifica infezione virale è possibile utilizzare la biologia molecolare (PCR). Questa metodica può essere utilizzata anche per l’identificazione di Bordetella bronchispetica (Canonne AM et al., 2016), in presenza di un sospetto clinico-patologico specifico, a fronte di un esame microbiologico colturale negativo. Per la PCR si può inviare parte del liquido in provetta con K3EDTA ed è possibile conservare il campione fino a 7 giorni refrigerato.

Numerose forme micotiche e protozoarie possono svilupparsi nel contesto del parenchima polmonare. Tra le forme micotiche ritroviamo Cryptococcus neoformans, Histoplasma capsulatum, Aspergillus spp, Blastomyces, Coccidioides spp., Pneumocystis carinii e altri funghi opportunisti (Andreasen CB, 2003). Cryptococcus neoformans è più comunemente riscontrabile negli essudati nasali, particolarmente nel gatto, ma è comunque possibile una infezione polmonare che può essere evidenziata nel BAL.

Anche Aspergillus spp è di più comune riscontro a livello nasale che polmonare. Nel pastore tedesco è descritta una aspergillosi sistemica che può essere caratterizzata da un diffuso coinvolgimento polmonare, probabilmente dovuta ad immunodeficienza ereditaria (Andreasen CB, 2003).

Histoplasma capsulatum, Blastomyces, Coccidioides spp. sono funghi che possono dare infezioni polmonari e essere riscontrati nei BAL. Hanno una bassa incidenza in Europa e sono generalmente casi “importati” (Lloret A et al., 2013). Pneumocystis carinii è un fungo patogeno opportunistico, che può essere riscontrato nei BAL sia nella forma cistica (struttura rotondeggiante di 5-10 µm in diametro, contenente da 4 a 8 corpi intracistici) che nella forma simil trofozoitica di 1-2 µm (Weissenbacher-Lang C et al., 2018).

Tra le forme protozoarie ha maggiore rilevanza Toxoplasma gondii, riscontrabile, sia nel gatto che nel cane, in corso di infezioni sistemiche polmonari (Andreasen CB, 2003). Citologicamente i tachizoiti di Toxoplasma gondii sono osservabili come piccoli corpi (5×2µm) di forma da rotondeggiante a mezzaluna, con citoplasma leggermente blu e nucleo paracentrale.

Le flogosi eosinofiliche sono generalmente su base allergica (Figura 3) o parassitaria, ma anche micotica o neoplastica (Johnson LR et al., 2019). Nel cane esiste una specifica condizione patologica, la broncopneumopatia eosinofilica (BPE) su base allergica che colpisce cani giovani o di età media, clinicamente associata a tosse e scolo nasale (Johnson LR et al., 2019). Radiograficamente, è caratterizzata da bonchiectasie e citologicamente da infiltrato prevalentemente eosinofilico.

Infine, segnaliamo che nel cane non è infrequente il riscontro nei preparati citologici di un elevato numero di linfociti (>20% delle cellule totali) in risposta ad una lesione delle vie aeree, indipendentemente dal tipo o dalla durata della patologia in atto (Johnson LR and Vernau W, 2019).

L’emorragia polmonare è citologicamente caratterizzata da reperti di eritrofagocitosi da parte dei macrofagi alveolari. La fagocitosi di eritrociti ancora ben riconoscibili è segno di un episodio emorragico recente; poiché l’eritrofagocitosi può avvenire anche in vitro, per evitare questo “artefatto” è consigliabile processare immediatamente il campione prelevato.

Il riscontro nel citoplasma dei macrofagi di prodotti di degradazione eritrocitaria (emosiderina ed ematoidina) è invece segno di un episodio emorragico non recente. Secondo un recente studio di Hooi et al. (2018), questo reperto si riscontra maggiormente nella specie felina a causa di una ridotta capacità di degradazione dell’emosiderina da parte dei macrofagi alveolari e una maggior suscettibilità all’emorragia. La colorazione “speciale” Blu di Perls permette di differenziare l’emosiderina (che si colora di blu) da altro tipo di pigmento nerastro (es. pigmento antracotico di frequente riscontro) che non si colora di blu.

Nel cane e gatto, le emorragie polmonari possono essere causate da: traumi, filariosi, corpi estranei inalati, torsione di un lobo polmonare, infezioni (batteriche e micotiche), parassiti, insufficienza cardiaca, embolia polmonare, coagulopatie e neoplasie (primarie o metastatiche). Si deve considerare che il riscontro di eritrociti in un BAL non depone necessariamente per una emorragia polmonare, infatti può essere dovuto alla contaminazione ematica causata dal trauma del campionamento. E’ altresì possibile che campioni di BAL ematici, non rapidamente processati, siano caratterizzati da eritrofagocitosi recente post-prelievo.

Angiostrongylus vasorum, Aelurostrongylus abstrusus (Figura 4), Crenosoma vulpis possono causare patologie polmonari nel cane e nel gatto ed essere identificati in campioni ottenuti da noduli polmonari, lavaggi tracheali o broncoalveolari. Sono le larve e le uova a indurre la risposta infiammatoria, non gli adulti. Le larve si presentano nei preparati citologici la maggior parte delle volte avvolte a spirale. Sono accompagnate da una flogosi mista, con una buona componente eosinofilica. Per la distinzione di specie in base a criteri morfologici si rimanda ai testi di parassitologia.

Le neoplasie polmonari possono presentarsi in forma nodulare, singola o multipla, o in forma diffusa. Le lesioni nodulari è preferibile siano campionate citologicamente tramite ago aspirato o ago infissione. Sia le neoplasie nodulari che diffuse, se non coinvolgono o infiltrano l’albero bronchiale, non esfoliano cellule nel BAL e non sono pertanto diagnosticabili con questa tecnica di prelievo.

I tumori primari polmonari più frequenti sono i carcinomi e in particolare gli adenocarcinomi. Sono caratterizzati da cellule epiteliali con marcati caratteri di atipia, se sono presenti strutture simil-acinari o è presente materiale di secrezione sono classificabili come adenocarcinomi. Possibili come neoplasie primarie polmonari il linfoma e il sarcoma istiocitario. Si ricorda la possibilità di metastasi polmonare di numerose neoplasie epiteliali (es. carcinomi mammari) (Pavelski M et al., 2017) e mesenchimali (es. osteosarcoma, angiosarcoma).

Va ricordato che in corso di flogosi è possibile il riscontro di epitelio respiratorio con caratteri di iperplasia e displasiache possono mimare una condizione neoplastica (Figura 5). Le cellule epiteliali iperplastiche si possono presentare in piccoli gruppi fortemente coesivi con aumento del rapporto N:C, nuclei ipercromatici, citoplasma intensamente colorato. Caratteri di displasia sono una lieve/moderata anisocitosi, anisocariosi e “nuclear molding”. La “conservazione” delle cilia in queste cellule epiteliali respiratorie atipiche aiuta nel differenziare una displasia da una neoplasia. Ovviamente il quadro clinico-radiografico aiuta nella diagnosi differenziale.

Va segnalata in cani clinicamente sani la metaplasia peribronchiale (Lambertosis): è una forma di iperplasia dell’epitelio dei bronchioli terminali. Le cellule iperplastiche non presentano caratteri di atipia.

 

Dr. Gabriele Ghisleni – DVM, ECVCP Dipl.

 

Didascalie immagini

  • Figura 1- Cane, lavaggio bronco-alveolare, May Grünwald-Giemsa, x600. Flogosi mista aspecifica con componete allergica-iperergica. È presente una “goblet cell” (A), cellule epiteliali cilindriche ciliate (B), granulociti neutrofili non degenerati (C), granulociti eosinofili (D) e macrofagi (E).
  • Figura 2- Cane, lavaggio bronco-alveolare, May Grünwald-Giemsa, immersione. Spirale di Curschmann. (Ghisleni, 2006).
  • Figura 3 – Gatto, lavaggio bronco-aveolare, May Grünwald-Giemsa, x600. Pneumopatia allergico-iperergica (probabile polmonite interstiziale eosinofilica) complicata da flogosi neutrofilica. Campione caratterizzato dalla presenza di una popolazione mista di cellule con prevalenza di eosinofili nonché neutrofili non degenerati e senza evidente fagocitosi batterica. (Ghisleni, 2006)
  • Figura 4 – Gatto, lavaggio bronco-aveolare, cytospin, May Grünwald-Giemsa, x100. Polmonite verminosa. Campione con elevata cellularità, con una popolazione infiammatoria mista associata alla presenza di uova e larve, molto probabilmente di Aleurostrongylus abstrusus.
  • Figura 5 – Cane, femmina 3 anni, lavaggio bronco-alveolare, cytospin, May Grünwald-Giemsa, x600. Flogosi mista aspecifica con iperplasia/displasia dell’epitelio. Campione con buona cellularità, caratterizzato dalla presenza di una popolazione mista di cellule con prevalenza di neutrofili non degenerati e senza evidentefagocitosi batterica. Eosinofili, macrofagi, linfociti ed epitelio respiratorio che mostra qualche reperto di iperplasia/displasia. (Ghisleni, 2006)

 

Bibiografia

  • Andreasen CB. Bronchoalveolar lavage. Vet Clin Small Anim 33: 69–88, 2003
  • Canonne AM , Billen  F , Tual  C , Ramery  E , Roels  E , Peters  I , Clercx  Quantitative PCR and Cytology of Bronchoalveolar Lavage Fluid in Dogs with Bordetella bronchiseptica infection. J Vet Intern Med 30(4):1204-9, 2016.
  • Curran M , Boothe  DM , Hathcock  TL , Lee-Fowler  Analysis of the effects of storage temperature and contamination on aerobic bacterial culture results of bronchoalveolar lavage fluid. J Vet Intern Med 34(1):160-165, 2020.
  • Day MJ , Carey  S , Clercx  C , Kohn  B , MarsilIo  F , Thiry  E , Freyburger  L, Schulz  B , Walker  Aetiology of Canine Infectious Respiratory Disease Complex and Prevalence of its Pathogens in Europe. J Comp Pathol 176:86-108, 2020.
  • Ghisleni G. Atlante di citologia diagnostica del cane e del gatto. Point Veterinaire Italie, Milano, 2006.
  • Hooi KS et al. Bronchoalveolar lavage hemosiderosis in dogs and cats with respiratory disease. Vet Clin Pathol 48 (1): 42-49, 2019
  • Johnson LR , Queen EV, Vernau W, Sykes JE, Byrne BA. Microbiologic and cytologic assessment of bronchoalveolar lavage fluid from dogs with lower respiratory tract infection: 105 cases (2001-2011). J Vet Intern Med 27(2):259-67, 2013.
  • Johnson LR, Johnson EG, Hulsebosch SE, Dear JD, Vernau W. Eosinophilic bronchitis, eosinophilic granuloma, and eosinophilic bronchopneumopathy in 75 dogs (2006-2016). J Vet Intern Med. 2019 Sep;33(5):2217-2226, 2019
  • Johnson LR and Vernau W. Bronchoalveolar lavage fluid lymphocytosis in 104 dogs (2006-2016). J Vet Intern Med 33 (3): 1315-1321, 2019
  • Nafe LA , DeClue AE, Reinero CR. Storage alters feline bronchoalveolar lavage fluid cytological analysis. J Feline Med Surg  13(2):94-100, 2011.
  • Pavelski M , Correa Leite  N , Pedri  E , Guérios  SD , De Sousa  RS , Rodrigues Froes  T , Triches Dornbusch  Single-aliquot, non-bronchoscopic bronchoalveolar lavage in the diagnosis of metastatic mammary tumours in dogs. J Small Anim Pract . 58(3):168-173, 2017.
  • Burkhard M.J. Respiratory tract. In Raskin R.E. Meyer D.J. (Eds): Canine and feline cytology. A color atlas and interpretation guide, Mosby Elsevier, St. Louis, 2016; pp. 138-190.
  • Weissenbacher-Lang C , Fuchs-Baumgartinger  A , Abigail Guija-De-Arespacochaga  A, Klang  A , Weissenböck  H , Künzel  Pneumocystosis in dogs: meta-analysis of 43 published cases including clinical signs, diagnostic procedures, and treatment. J Vet Diagn Invest . 30(1):26-35, 2018.


La neutropenia nel cane e nel gatto

Con neutropenia si intende una riduzione al di sotto dell’intervallo di riferimento del valore assoluto dei granulociti neutrofili circolanti (solitamente al di sotto di 2.900 cellule/uL nel cane e di 2.500 cellule/uL nel gatto (Weiss et al., 2010)) ed è una condizione meno frequente rispetto alla neutrofilia, soprattutto nel cane.

Riduzioni artefattuali del numero dei neutrofili possono verificarsi in seguito a ritarda processazione del campione poiché è possibile si formino aggregati di neutrofili in vitro per effetto dell’EDTA, oppure a causa della presenza di un coagulo in provetta (Zandecki et al., 2007).

CAUSE DI NEUTROPENIA (da Stockham e Scott, 2008, modificato):

Infiammazione

È una condizione che si verifica in seguito a gravi infiammazioni acute. Da un punto di vista fisiopatologico, la neutropenia avviene in poche ore dall’inizio dello stimolo flogistico: i granulociti neutrofili del pool circolante (nel sangue) e del pool marginale (adeso alle pareti dei vasi) vengono richiamati da citochine o altre sostanze chemiotattiche nei tessuti convolti dalla flogosi. A causa dell’acutezza dell’insorgenza dell’infiammazione, una volta esauriti i neutrofili del pool marginale e circolante, si attinge al pool maturativo del midollo osseo; per questa ragione spesso è presente un left shit (rigenerativo o degenerativo in base al numero di neutrofili immaturi provenienti dal pool maturativo): il midollo risponderà alla richiesta aumentando la produzione dei granulociti neutrofili in un paio di giorni, periodo trascorso il quale potranno ricomparire in circolo forme più mature (neutrofili segmentati). Inoltre, alla valutazione dello striscio ematico è frequente osservare moderati - gravi segni di tossicità citoplasmatica.

Le patologie che più comunemente portano a questo tipo di neutropenia sono batteriche e virali (ad esempio la parvovirosi con meccanismi multifattoriali).

Endotossemia

Le endotossine prodotte da batteri Gram negativi hanno la capacità di spostare i granulociti neutrofili dal pool circolante al pool marginale, stimolando l’organismo a produrre mediatori infiammatori (citochine come IL- 1 e TNF) che fan si che i neutrofili aderiscano alle cellule endoteliali; inoltre hanno la capacità di far rilasciare dal midollo osseo i granulociti neutrofili ancora immaturi entro poche ore dallo stimolo, pertanto in caso di endotossemia, la neutropenia è tendenzialmente di breve durata.

Aumentata distruzione periferica

La neutropenia viene causata da una distruzione indiretta (immunomediata) o diretta dei granulociti neutrofili.

La neutropenia immunomediata è una patologia molto rara nel cane e ancora di più nel gatto (Waugh et al., 2014); alla sua diagnosi presuntiva si giunge seguendo i seguenti criteri:

  • Severa neutropenia (in genere inferiore a 1.500 cellule/uL (Devine et al, 2017) oppure inferiore a 500 cellule/uL (Weiss et al, 2010)) associata a sintomatologia che non supporta una grave sepsi (solitamente segni clinici di lieve – moderata entità aspecifici come ipertermia, inappetenza, abbattimento oppure soggetti asintomatici che risultano neutropenici come reperto occasionale); left shift o segni di tossicità citoplasmatica possono essere presenti in particolar modo se vi sono infezioni concomitanti (non improbabili e secondarie alla neutropenia);
  • Esclusione di tutte le altre cause di neutropenia, comprese cause che possano secondariamente dare una neutropenia immunomediata (neoplasie, somministrazione di farmaci, agenti infettivi come ad esempio infezione da Anaplasma phagocytophilum);
  • Rapida risposta ai corticosteroidi, con aumento sostanziale del numero dei granulociti neutrofili, secondo alcuni Autori entro due settimane dall’inizio della terapia (Devine et al, 2017), secondo altri già dopo 2-3 giorni (Weiss at al, 2010).

La citologia midollare solitamente evidenzia una iperplasia mieloide a dimostrazione della distruzione periferica, ma sono riportati anche un numero di casi più ridotto in cui si segnala una ipoplasia – aplasia mieloide con arresto maturativo, suggerendo una distruzione sui precursori (in un gatto con neutropenia immunomediata la citologia midollare indicava una grave ipoplasia mieloide (Waugh et al., 2014)).

Sono state indagate diverse metodiche diagnostiche per la ricerca di anticorpi anti- neutrofili quali citofluorimetria, immunofluorescenza, leucoagglutinazione, RIA, ma nessuna di queste ha dimostrato una reale utilità diagnostica; ad oggi è una diagnosi presuntiva a cui si giunge solamente per esclusione di altre cause e per la risposta alla terapia.

La neutropenia causata da sindrome emofagocitica è una condizione rara secondaria ad un disturbo proliferativo dei macrofagi attivati che agiscono a livello midollare o splenico causando citopenie periferiche (non solo neutropenia); in letteratura tale sindrome non è unanimemente classificata e viene considerata secondaria a patologie immunomediate, infettive, disordini mielodisplasici – neoplastici o primaria di origine idiopatica (Weiss et al, 2007; Wilkinson et al., 2014).

Ridotta produzione midollare

Questo tipo di neutropenia si presenta nel momento in cui sono presenti un danno ai precursori mieloidi, un’alterazione a livello di microambiente midollare oppure un disturbo maturativo. A differenza delle forme infiammatorie, solitamente a livello periferico non sono presenti left shift e tossicità citoplasmatica, a meno che non vi siano infezioni secondarie; a livello citologico midollare si evidenzia un’ipoplasia mieloide, e più spesso la maturazione è ordinata con presenza di tutti gli stadi. Possono essere presenti più citopenie se il danno al midollo interessa tutte e tre le linee.

La riduzione della produzione midollare può essere secondaria a:

  • Somministrazione di chemioterapici: Sia nel gatto che nel cane, come nell’uomo, è riportato questo tipo di neutropenia: i chemioterapici citotossici hanno come target le cellule ad elevata replicazione come lo sono le cellule ematopoietiche e la mielosoppressione è solitamente dose dipendente; questo tipo di condizione è riportata più frequentemente sia nel cane che nel gatto in corso di protocollo chemioterapico per linfoma (Pierro et al, 2016; Sorenmo et al., 2010). Inaspettatamente è stato dimostrato che in corso di linfoma nel cane la neutropenia indotta da chemioterapia sia un marker prognostico favorevole (Wang et al, 2015);
  • Reazioni idiosincrasiche da farmaco, ovvero non dose dipendenti ma legati a una predisposizione individuale del paziente a produrre dei metaboliti reattivi che causano stress ossidativo e/o evocano una reazione immunitaria umorale o cellulo-mediata. Premesso che qualsiasi farmaco può indurre tale effetto, ricordiamo alcuni di quelli riportati in medicina veterinaria: fenobarbitale, fenilbutazone, trimetoprim/sulfamidici, griseofulvina, cefalosporine, fenbendazolo, cloramfenicolo;
  • Estrogeni sia endogeni (in corso di Sertolioma del cane) sia esogeni (in corso di trattamento per iperplasia prostatica, incontinenza urinaria in femmine sterilizzate o come cura per l’infertilità);
  • Patologie virali: in corso di FeLV la neutropenia è un riscontro frequente (Weiss at al, 2010), e alcuni case reports dimostrano talvolta una risposta ai corticosteroidi (Stavroulaki et al, 2020)); la neutropenia è segnalata anche in corso di FIV, parvovirosi (cane e gatto, eziologia multifattoriale) e cimurro.
  • Patologie da vettore croniche: Ehrlichia e Leishmania spp. (solitamente sono presenti citopenie multiple);
  • Mieloftisi: è più comune che si associ ad una pancitopenia ma, per una questione di emivita, può comparire per prima la neutropenia. Con mieloftisi si intende la sostituzione del midollo osseo da parte di un altro tessuto conseguente a infiltrazione di altre cellule in corso di neoplasie primarie del midollo (linfoidi (Museux et al., 2019), mieloidi, mieloma multiplo) o secondarie (ad esempio linfoma V stadio, carcinoma e mastocitoma metastatici). Tra le cause di mieloftisi ricordiamo anche la mielofibrosi (sostituzione di tessuto emopoietico con tessuto connettivo).
  • Necrosi midollare.

Ematopoiesi ciclica

È una malattia congenita autosomica recessiva segnalata nei Gray Collie, data da una mutazione del gene AP3B1 che provoca un’ematopoiesi ciclica con interessamento di granulociti neutrofili, eritrociti, piastrine e monociti. La ciclicità nella produzione dei granulociti neutrofili circolanti viene scandita da intervalli di circa 12-14 giorni: in alcuni momenti la conta dei neutrofili è azzerata e persiste per circa 2-4 giorni. La conta dei neutrofili nel sangue torna alla normalità o addirittura aumenta nel periodo successivo alla neutropenia.

Dismielopoiesi e sindrome mielodisplastica

Queste patologie sono caratterizzate da citopenie periferiche associate a un quadro midollare di iperplasia delle linee coinvolte, con presenza di segni di displasia. Sono condizioni abbastanza rare, riportate sia nel cane che nel gatto, e possono essere sia primarie (pre - neoplastiche) che secondarie a qualsiasi patologia che danneggi il midollo impedendo una corretta maturazione delle linee cellulari.

Gli Outliers e gli intervalli di riferimento di razza

Quando riscontriamo una neutropenia di lieve - moderata entità, in assenza di sintomatologia clinica e altre alterazioni clinico-patologiche dobbiamo considerare la possibilità che il paziente sia un outlier, vale a dire un individuo sano che ha un numero di neutrofili inferiore alla popolazione di riferimento (il 5% dei soggetti ha valori che cadono sopra o sotto i valori di popolazione di qualsiasi test, per come vengono costruiti gli intervalli di riferimento). Come possiamo individuare questi outliers? Se l’alterazione persiste nel tempo (se disponibili possiamo cercare esami precedenti), il paziente resta clinicamente sano e con altri esami normali e possiamo escludere patologie subcliniche (esempio FIV e FeLV, alcune malattie da vettore nel cane) è ragionevole pensare che possa essere un outlier. Inoltre, vi sono alcune razze come i Grayhound che presentano fisiologicamente la conta dei neutrofili inferiore rispetto alle altre (Campora et al, 2011).

 

In sintesi, quale approccio diagnostico possiamo utilizzare in caso di neutropenia?

  • Ripetiamo il campionamento sia per escludere un possibile errore pre - analitico sia per verificare se la neutropenia è persistente, ingravescente, se compaiono altre citopenie, o se i leucociti rientrano nell’intervallo di normalità;
  • Se la neutropenia è lieve - moderata e si conferma nel tempo in soggetti clinicamente sani e in assenza di qualsiasi altra alterazione clinico-patologica, consideriamo la possibilità che il nostro paziente sia un outlier (sano ma con 1 parametro al di fuori degli intervalli di normalità di popolazione);
  • Indaghiamo in anamnesi se vaccinazioni e profilassi sono state eseguite correttamente e se il paziente può aver assunto farmaci;
  • Attraverso visita clinica, diagnostica per immagini e altri esami clinico-patologici ricerchiamo la eventuale presenza di focolai settici o flogosi sistemica (o qualsiasi altro sintomo che possa orientarci tra le diagnosi differenziali sopra elencate);
  • Valutiamo lo striscio ematico: la presenza di left shift (soprattutto degenerativo) associata a grave tossicità citoplasmatica (basofilia, vacuolizzazioni, corpi di Dohle) orienta più verso un aumentato consumo tissutale (sepsi); non dimentichiamo che tali aspetti potrebbero essere presenti anche nelle forme da aumentata distruzione periferica o ridotta produzione nel caso in cui a seguito della neutropenia si sia instaurato un processo settico. Diciamo quindi che NON osservare left shift e tossicità citoplasmatiche può essere utile per escludere con buona probabilità una neutropenia infiammatoria o da endotossemia. Valutiamo sempre anche le proteine di fase acuta (ad esempio la proteina C reattiva  nel cane e l'amiloide sierica nel gatto) e il tracciato elettroforetico alla ricerca di segni di flogosi (aumento della frazione alfa2 per flogosi acuta, delle globuline per flogosi cronica);
  • Se in anamnesi è riportata una mancata profilassi per ectoparassiti e se il soggetto vive o è stato in aree endemiche, è necessario escludere le malattie infettive mediante esami sierologici (nel cane Ehrlichia o Leishmania spp. se la clinica suggerisce una sintomatologia cronica, nel gatto FIV e FeLV) oppure mediante biologia molecolare (ed esempio Anaplasma phagocytophilum o Babesia spp. se invece la sintomatologia clinica appare acuta);
  • L’esame citopatologico del midollo osseo è consigliato in caso di neutropenia persistente e-o ingravescente (soprattutto se associata a altre citopenie) in assenza di evidenti focolai settici.

 

Dr.ssa Silvia Rossi, DVM Dipl. ECVCP - Dr.ssa Giulia Mangiagalli, DVM

 

Bibliografia:

  • Schultze. Chapter 48: Interpretation of Canine Leukocyte Responses. In: Schalm’s Veterinary Hematology. Sixth edition. 2010
  • Valenciano et al. Chapter 49: Interpretation of Feline Leukocyte Responses. In: Schalm’s Veterinary Hematology. Sixth edition. 2010
  • Harvey. Chapter 5: Evaluation of leukocytic disorders. In: Veterinary Hematology, a Diagnostic Guide and Color Atlas. First Edition. 2012
  • Stockham, Scott. Chapter 2: Leukocytes. In: Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology. Second Edition. Blackwell Publ. Ames. 2008
  • Schnelle et al. Neutropenia in dogs and cats: causes and consequences. Vet Clin Small Anim 42. 111–122. 2012
  • Zandecki et al. Spurious counts and spurious results on haematology analysers: a review. Part II: white blood cells, red blood cells, haemoglobin, red cell indices and reticulocytes. International Journal of Laboratory Hematology. 2007
  • Waugh et al. Primary immune-mediated neutropenia in a cat. Can Vet J;55:1074–1078. 2014
  • Devine et al. Presumed primary immune-mediated neutropenia in 35 dogs: a retrospective study. Journal of Small Animal Practice. 58, 307–313. 2017
  • Weiss et al. Hemophagocytic syndrome in dogs: 24 cases (1996–2005), JAVMA, Vol 230. 2007
  • Wilkinson et al. Hemophagocytic syndrome in a cat. Journal of Feline Medicine and Surgery Open Reports. 1–5. 2018
  • Pierro et al. Febrile neutropenia in cats treated with chemotherapy. Veterinary and Comparative Oncology. 2016
  • Wang et al. Chemotherapy-induced neutropenia is associated with prolonged remission duration and survival time in canine lymphoma. The Veterinary Journal 205. 69–73. 2015
  • Sorenmo et al. Case-control study to evaluate risk factors for the development of sepsis (neutropenia and fever) in dogs receiving chemotherapy. JAVMA, Vol 236, No. 6. 2010
  • Museux et al. Chronic lymphopenia and neutropenia in a dog with large granular lymphocytic leukemia. Vet Clin Pathol. 48:721–724. 2019
  • Stavroulaki et al. Steroid-responsive neutropenia in a cat with progressive feline leukemia virus infection. Vet Clin Pathol. 49:389–393. 2020
  • Swenson et al. Cyclic hematopoiesis associated with feline leukemia virus infection in two cats. J Am Vet Med Assoc. 191(1):93-6. 1987
  • Campora et al. Determination of haematological reference intervals in healthy adult greyhounds. Journal of Small Animal Practice. 52, 301–309. 2011

 

 


La misurazione degli acidi biliari

Gli acidi biliari sono steroidi sintetizzati dagli epatociti a partire dal colesterolo ed escreti nella bile; nell’intestino emulsionano i grassi e facilitano l’assorbimento dei nutritivi.

Circolo enteroepatico

Per poter comprendere il significato di questo test è indispensabile conoscere questo “virtuoso” ricircolo.

A livello epatico il colesterolo viene degradato a acidi biliari primari (++ colico e chenodesossicolico); questi vengono quindi coniugati a glicina, taurina, acido glicuronico e solfati e escreti nella bile come acidi biliari coniugati, secondo gradiente osmotico. A livello intestinale questi vengono riassorbiti mediante trasporto attivo per il 90% circa (soprattutto nell’ileo ma anche in ceco e colon). Il rimanente 10% può venire o deconiugato dai batteri e passivamente riassorbito a livello del colon oppure deidrossilato sempre dai batteri a acidi biliari secondari (che possono essere riassorbiti oppure persi con le feci). Una volta assorbiti a livello intestinale gli acidi biliari attraverso il circolo portale arrivano al fegato che li riassorbe per il 95%; il rimanente 5% è ciò che misuriamo in un animale sano. Quando la cistifellea si contrae (in risposta all’arrivo del chimo nel tratto digestivo, ma anche spontaneamente) aumenta la quantità di acidi biliari escretati nell’intestino e di conseguenza aumenta la quantità di acidi biliari che entrano nel sistema portale, diretti al fegato; anche in condizioni fisiologiche è così possibile osservare dopo questo evento un loro transitorio aumento sierico (in condizioni fisiologiche può arrivare fino a 3 volte il valore dei basali a digiuno)  prima che gli epatociti ricaptino questa ondata.

Quando e perché misurare gli acidi biliari sierici?

 La misurazione degli acidi biliari ci consente di verificare se i vari passaggi del loro metabolismo sono intatti. Nel dettaglio possiamo capire se sono presenti:

  1. RIDUZIONE DELLA MASSA E/O DELLA FUNZIONALITA’ EPATOCELLULARE: gli epatociti non funzionanti non possono metabolizzare o riassorbire gli acidi biliari dal circolo entero-epatico che quindi restano alti nel siero
  2. ALTERAZIONE DEL CIRCOLO ENTEROEPATICO: gli acidi biliari sierici si accumulano nel siero:
    • per diminuito flusso portale al fegato (ad es. in corso di shunt portosistemico (PSS), il flusso ematico bypassa il fegato e riversa gli acidi nel circolo sistemico)
    • Per ostruzione delle vie biliari o per colestasi (gli acidi biliari non vengono escretati nell’intestino con la bile e ritornano indietro, fino ad essere rilasciati nel circolo sistemico)

Quindi il test va richiesto in caso di:

  • sospetta insufficienza epatica (non epatopatia! come spiegato nella pillola precedente);
  • sospetto PPS (anche per monitoraggio chiusura PSS).

In tutti i casi, in assenza di ittero - colestasi (vedi poi).

Tipi di test e modalità di esecuzione

  1. Random test: gli acidi biliari possono essere misurati in qualunque momento della giornata. Test meno utile tra i vari, esiste ben poca letteratura a riguardo;
  2. Acidi biliari pre-prandiali. Il prelievo viene effettuato dopo 12 ore di digiuno;
  3. Challenge test o test da carico (pre e post-prandiali): dopo aver effettuato il prelievo a T0 (pre-prandiale dopo digiuno di 12 ore) si somministra un piccolo pasto grasso o ricco di proteine (non c’è un singolo protocollo condiviso in letteratura ma noi consigliamo 2 cucchiaini per cani piccola taglia, 2 cucchiai per cani grossa taglia) e si ripete un prelievo dopo circa 2 ore da questo. Questo è il test più informativo tra i tre, con la migliore accuratezza diagnostica. L’assunzione di cibo provoca la contrazione della colecisti e il rilascio degli acidi biliari nell’intestino; un eccessivo aumento del valore degli acidi post-prandiali significa che c’è una ostruzione biliare (o colestasi) e dalla colecisti questi non potendo arrivare all’intestino tornano indietro fino a essere “rigurgitati” nel circolo ematico sistemico, oppure che dal circolo portale non vengono riassorbiti dal fegato (presenza di PSS oppure ipofunzionalità epatocitaria).

Interferenze analitiche e stabilità del campione

LIPEMIA ED EMOLISI interferiscono con la lettura ottica dello strumento determinando rispettivamente falsi aumenti e false diminuzioni.

L’ITTERO invece non rappresenta un interferente sensu stricto ma in sua presenza diventa quasi del tutto inutile misurare gli acidi biliari. Se un paziente presenta ittero soprattutto epatico o post epatico, è certo che gli acidi biliari (random, pre e post) saranno elevati; questo perché l’iperbilirubinemia ci sta già dicendo che o il fegato non funziona (ittero epatico) o che è presente colestasi (ittero post-epatico) e in entrambe queste situazioni gli acidi biliari aumentano: se aumenta la bilirubina nel sangue, parallelamente aumentano gli acidi biliari che seguono le stesse vie metaboliche.

Il siero (non emolitico, non lipemico) deve essere conservato refrigerato o congelato se non può essere processato in giornata.

Cause di aumento (di uno qualsiasi dei test utilizzati, sebbene con accuratezze variabili)

  1. Ipofunzionalità epatocitaria – insufficienza epatica: gli epatociti non sono in grado di metabolizzare o estrarre dal circolo portale gli acidi biliari.
  2. Anomalie del circolo portale: in presenza di PSS o displasia microvascolare, il sangue del sistema portale bypassa il fegato così che gli epatociti anche se funzionanti, non posso ricaptare gli acidi biliari in arrivo dall’intestino; queste anomalie vascolari con il passare del tempo esitano in insufficienza epatica.
  3. Colestasi: qualsiasi condizione che causi un rallentamento o un ostacolo al flusso della bile provoca un aumento degli acidi biliari, sia in caso di colestasi strutturale che funzionale. Nel caso in cui sia già nota la presenza di colestasi (aumento bilirubina, marcato aumento ALP e GGT, aumento colesterolo, immagini ecografiche di ostruzione delle vie biliari etc) non è utile misurare gli acidi biliari perché già sappiamo che saranno elevati.
  4. Altre cause: sfortunatamente aumenti (soprattutto lievi) dei livelli sierici degli acidi biliari non solo non sono specifici per una singola patologia epatica (insufficienza, anomalie vascolari, colestasi) ma possono verificarsi in pazienti in assenza di patologia epatica (ad esempio in corso di patologia dentale) o in pazienti con patologie primarie di altro tipo che solo secondariamente e lievemente coinvolgono il fegato (es iperadrenocorticismo); un aumento fisiologico lieve può essere osservato anche in animali sani successivamente alla contrazione spontanea della cistifellea.

Problemi interpretativi

Purtroppo esistono numerose variabili che possono contribuire a ottenere risultati poco chiari e definitivi. Ecco alcuni esempi:

  • Gli acidi biliari sierici (in particolare random e pre-prandiali) possono risultare normali in casi di insufficienze epatiche lievi (falsi negativi, bassa sensibilità).
  • Una contrazione spontanea della colecisti che può avvenire in qualsiasi momento può interferire nei seguenti modi:
    • Fa aumentare gli acidi biliari sierici anche in assenza di patologia epatica (se avviene 1-2 ore prima del nostro prelievo);
    • Se avviene prima della somministrazione del pasto, la colecisti sarà vuota quando effettuiamo il test da carico e possiamo ritrovarci un valore pre-prandiale superiore ad un post-prandiale. In questi casi piuttosto comuni molti autori suggeriscono di considerare comunque patologico il valore pre-prandiale (nel caso sia marcatamente aumentato, non solo lievemente).
  • Un rallentato o aumentato transito gastrointestinale possono modificare i tempi di contrazione della cistifellea per cui, quando noi effettuiamo il prelievo post-prandiale, questa potrebbe o non esserci ancora contratta o essersi già contratta da tempo.
  • La colecisti può contrarsi in risposta al pasto in modo incompleto e non riversare il suo contenuto nel duodeno.
  • Gravi patologie intestinali associate a malassorbimento possono diminuire l’assorbimento degli acidi biliari e quindi alterarne il circolo entero-epatico (Giaretta et al 2018).
  • I cani di razza Maltese hanno un livello di acidi biliari sierici più elevato rispetto a cani di altre razze, sebbene non sia del tutto chiaro se questo si associa a patologie epatiche sottostanti di razza o sia presente sempre e comunque anche in pazienti sani. (O’Leary et al., 2014; Tisdall et al, 1994).

Acidi biliari urinari normalizzati creatinina

Fisiologicamente solo piccole quantità di acidi biliari in forma sulfatata (USBA), non sulfatata (UNSBA) e mista (USBA e UNSBA) vengono escrete con le urine (quelli che “sfuggono” alla circolazione enteroepatica).

Nel caso aumentino nel siero, ne aumenta la quota eliminata con le urine: la normalizzazione con la creatinina serve ad aggiustare la loro concentrazione rispetto al peso specifico urinario, come avviene per esempio per la protenuria. Questo test, poiché misura la concentrazione sierica media delle ore precedenti, non risente di eventuali contrazioni spontanee della colecisti. Purtroppo, gli studi riportati in letteratura sono datati e scarsi (Balkman  et al., 2003 e Trainor  et al., 2003) e dopo la loro pubblicazione non ne sono seguiti altri. Oltre a mancare dati scientifici (anzi forse proprio per questo) raramente questo test viene consigliato dalle review di epatologia né viene nominato da autorevoli relatori che presentano sull’argomento. Da un punto di vista tecnico inoltre utilizzare un reagente che funziona su siero su un altro tipo di matrice (le urine) crea sempre notevoli problemi analitici, rendendo talvolta inaccurate le determinazioni. Per tutte queste ragioni il nostro laboratorio sconsiglia l’utilizzo di questo test.

 

In considerazione del fatto che interpretare i risultati di questo test può essere talvolta complesso vogliamo dare alcuni suggerimenti finali e generali:

  • Selezionare sempre il meglio possibile i pazienti da sottoporre al test: sospetta insufficienza epatica, sospette anomalie del circolo portale (PSS, anomalie del microcircolo).
  • Utilizzare il test da carico poiché è il test con la maggiore sensibilità: se utilizziamo test random o solo pre-prandiale è più probabile ottenere un falso negativo (soprattutto in corso di patologia lieve).
  • Per poter interpretare correttamente i risultati di questo test in considerazione del fatto che aumentano in corso di diverse condizioni è indispensabile utilizzare tutti i dati clinico patologici, i reperti di diagnostica per immagini, unitamente ad anamnesi e clinica; si ricorda infine che non è raro dover arrivare all’esame istopatologico del fegato per poter formulare una diagnosi definitiva.
  • Gli intervalli di riferimento di questo test devono essere considerati indicativi: a causa della grande variabilità individuale e dei vari problemi interpretativi sono più informativi marcati aumenti o valori decisamente “normali” mentre tutti i risultati intorno ai valori superiori degli intervalli di riferimento devono essere considerati dubbi.
  • Nel caso in cui il risultato pre-prandiale sia marcatamente aumentato e maggiore del post-prandiale (possibile nel caso di contrazione spontanea della colecisti precedente al prelievo pre-prandiale, oppure per rallentato svuotamento gastrico), molti Autori consigliano di considerare comunque patologico il risultato.
  • In caso di sospetto PSS, gli acidi biliari pre-prandiali hanno una sensibilità molto elevata ma una bassa specificità: un risultato negativo esclude con elevata probabilità il sospetto, mentre un risultato positivo deve essere approfondito con altri test (possibile falso positivo)

 

Dr.ssa Silvia Rossi, DVM dipl. ECVCP

 

Bibliografia:

  • Balkman CE et al. Evaluation of urine sulfated and nonsulfated bile acids as a diagnostic test for liver disease in dogs. J Am Vet Med Assoc 222(10) :1368-1375, 2003
  • Eclinpath.com. https://eclinpath.com/chemistry/liver/liver-function-tests/bile-acids/ Ultimo accesso 25 ottobre 2020.
  • Giaretta PL et al. Comparison of intestinal expression of the apical sodium-dependent bile acid transporter between dogs with and without chronic inflammatory enteropathy. J Vet Intern Med 32(6): 1918-1926, 2018
  • Lawrence YA and Steiner JM. Laboratory evaluation of the liver. Vet Clin North Am Small Anim Pract 47(3): 539-553, 2017
  • Ruland K et al. Sensitivity and specificity of fasting ammonia and serum bile acids in the diagnosis of portosystemic shunts in dogs and cats. Vet Clin Pathol 39(1):57-64, 2010
  • Stockham L, Scott MA. Liver Function. In: Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology. Second Edition. Blackwell Publ. Ames. 675-706, 2008.
  • Trainor T et al. Urine sulfated and nonsulfated bile acids as a diagnostic test for liver disease in cats. J Vet Intern Med17(2): 145-153, 2003
  • Van Straten G et al. Diagnostic value of the rectal ammonia tolerance test, fasting plasma ammonia and fasting plasma bile acids for canine portosystemic shunting. Vet J 204(3): 282-286, 2015
  • O'Leary CA et al. The inheritance of extra-hepatic portosystemic shunts and elevated bile acid concentrations in Maltese dogs. J Small Anim Pract. 2014 Jan;55(1):14-21.
  • Tisdall PL, et al Post-prandial serum bile acid concentrations and ammonia tolerance in Maltese dogs with and without hepatic vascular anomalies. Aust Vet J. 1995 Apr;72(4):121-6.

Leucocitosi Neutrofila Estrema e Reazione Leucemoide

Nella nostra routine di laboratorio accade con discreta frequenza che i Colleghi referenti sospettino una forma leucemica di fronte a emogrammi con leucocitosi neutrofile importanti.

Poiché le leucemie mieloidi (granulocitiche) croniche sono estremamente rare, abbiamo pensato che potesse essere utile ripassare insieme le principali e più probabili diagnosi differenziali in corso di questa condizione. 

DEFINIZIONI

Leucocitosi Neutrofila Estrema

Con il termine leucocitosi neutrofila estrema si indica, secondo alcuni testi, una leucocitosi superiore a 50.000 – 100.000 cellule/microlitro delle quali i granulociti neutrofili rappresentino almeno un numero superiore a 25.000/uL (Harvey JV, 2012); secondo altri testi i granulociti neutrofili devono essere superiori a 50.000/uL. (Weiss, 2010).

Reazione leucemoide

Si tratta di una leucocitosi neutrofila estrema (superiore a 50-100.000 cellule/uL) con prevalenza di neutrofili maturi ma contemporanea presenza per lo più ordinata di forme immature: ordinata nel senso che sono presenti molti bandati, occasionali metamielociti, rari mielociti. La presenza delle forme immature pone come diagnosi differenziale morfologica quella di leucemia ma la causa di questa leucocitosi è sempre infiammatoria o paraneoplastica e NON imputabile ad una forma leucemica mieloide.

Le diverse diagnosi differenziali di una leucocitosi neutrofila estrema (con o senza left shift) includono:

  • Lesioni suppurative batteriche localizzate: piometra, pioaddome, piotorace, pielonefrite, ascessi, empiemi etc;
  • Disordini immunomediati: anemia emolitica immunomediata (IMHA), vasculite, glomerulonefrite, poliartite, etc;
  • Necrosi: lesioni necrotiche localizzate conseguenti a fenomeni trombotici o alterazioni di circolo, neoplasie con centro necrotico, traumi, pancreatiti, peritonite biliare;
  • Malattie da vettore: segnalato un cane con polimiosite granulomatosa da infezione da Hepatozoon americanum (Gaunt et al., 1983) e due cani con infezione da Babesia canis (Lobbetti et al., 1995).
  • Deficit di adesione leucocitaria (leukocyte adhesion deficiency): riportata nel setter irlandese rosso - bianco e in un case report di un gatto comune europeo (Bauer et al., 2017). È una rara malattia congenita autosomica recessiva caratterizzata dalla mutazione di un gene che codifica l’integrina CD18, molecola di adesione presente sulla membrana leucocitaria. La mutazione impedisce quindi il complesso CD11/CD18, causando difetti nell’adesione e migrazione nei tessuti dei leucociti; i soggetti affetti presentano leucocitosi persistenti e maggiore suscettibilità alle infezioni.
  • Dermatosi sterile neutrofilica canina (Sweet’s syndrome like) (Hammes et al., 2019): rara sindrome (segnalata solo in 8 cani) caratterizzata da leucocitosi neutrofilica estrema associata a ipertermia, lesioni cutanee con infiltrazione neutrofilica del derma (papule eritematose, placche e noduli) con coinvolgimento sistemico e risentimento epatico e renale. La rapida risposta alla terapia corticosteroidea supporta un’eziologia multifattoriale da deposito di immunocomplessi, anticorpi circolanti e citochine pro – infiammatorie.

In corso di queste condizioni patologiche, alla valutazione dello striscio ematico la neutrofilia appare per lo più matura, associata a left shift ordinato caratterizzato dalla prevalenza di granulociti neutrofili a banda, occasionali – rare forme più immature come metamielociti, promielociti e mielociti; la tossicità citoplasmatica può essere assente ed è più probabile sia presente in corso di infezioni batteriche.

  • Sindrome paraneoplastica: segnalata sia nel cane che nel gatto in corso di differenti neoplasie come carcinoma (Sharkey et al., 1996), di origine mammaria (Jark et al., 2015), adenocarcinoma polmonare (Dole et al., 2004), polipo adenomatoso rettale (Thompson et al., 1992), linfoma e mastocitoma. La leucocitosi è secondaria a focolai necrotici presenti all’interno delle neoplasie e-o alla produzione da parte delle cellule tumorali di granulochine (G-CSF e GM-CSF) o sostanze simili stimolanti la crescita granulocitaria. Solitamente sono leucocitosi ingravescenti e persistenti, più spesso mature in assenza di left shift.

Leucemia granulocitica cronica (CML)

È una patologia estremamente rara, riportata nel cane e ancor più raramente nel gatto. Oltre al numero dei granulociti neutrofili possono essere aumentati anche i granulociti eosinofili, basofili e-o i monociti. Il numero totale dei granulociti neutrofili è marcatamente aumentato e alla valutazione dello striscio ematico è più probabile osservare un left shift disordinato (non piramidale come in corso di reazione leucemoide infiammatoria) insieme ad anomalie morfologiche dei neutrofili (displasia, nuclei ad anello, asincronia maturativa). Tali leucemie croniche possono evolvere in crisi blastica (fase di acutizzazione di una leucemia cronica) ove aumentano in numero o predominano blasti mieloidi sia a livello periferico che a livello midollare.

Per destreggiarsi tra queste diagnosi differenziali, l’iter deve essere sistematico e metodico, associando al dato clinico- patologico, anche i dati clinici, anamnestici e di diagnostica per immagini.

  • Anamnesi e segnalamento: valutare se in anamnesi sono riportate suscettibilità alle infezioni sin da cuccioli e se il paziente rientra tra le razze in cui è stato riportato un deficit di adesione leucocitaria. Le forme leucemiche croniche sono nella loro rarità più probabili in pazienti anziani ed estremamente improbabili nei giovani;
  • Visita clinica e diagnostica per immagini: è indispensabile riscontro di segni di flogosi/sepsi (ipertermia, inappetenza, abbattimento…), fenomeni tromboembolici, focolai settici, necrotici, presenza di neoformazioni, alterazioni d’organo etc;
  • Dati clinico – patologici: la valutazione dello striscio ematico può aiutare a orientarsi: nelle forme infiammatorie – infettive è più probabile osservare segni di tossicità moderata – grave e left shift ordinato. Sempre attraverso la valutazione dello striscio è possibile identificare alterazioni compatibili con IMHA (es. agglutinazione, sferocitosi) o la presenza di agenti infettivi (es. Hepatozoon spp. e Babesia spp.) a giustificare la leucocitosi marcata. Infine, iperprotidemia, ipoalbuminemia, aumento della frazione alfa2 del tracciato elettroforetico e aumento delle proteine di fase acuta come proteina C reattiva (cane) e amiloide sierica (gatto) sono più probabili in corso di flogosi – sepsi, sebbene raramente possano aumentare in corso di CML o in presenza di comorbidità.
  • Emocoltura: questo esame deve essere eseguito per escludere una setticemia, in caso in cui non si evidenzino dei focali batterici ma persista il sospetto di sepsi (es: endocardite). Si rimanda al seguente link per ulteriori informazioni sulla metodica di prelievo e tempi di sospensioni degli antibiotici. https://www.biessea.com/essential_grid/batteriologia/
  • Esame citologico del midollo osseo: questo esame ha un valore diagnostico limitato nella diagnosi differenziale della leucocitosi neutrofilica estrema: da un punto di vista citologico, il midollo presenta in entrambe le condizioni un’iperplasia della linea mieloide. Nel caso di CML si possono osservare segni di displasia a carico sia dei granulociti neutrofili sia delle forme più immature e, in caso di crisi blastica, la predominanza di blasti mieloidi.
  • La diagnosi di CML è una diagnosi di esclusione: se è possibile escludere che siano presenti una patologia infiammatoria-infettiva o una neoplasia non ematologica e se la leucocitosi neutrofila estrema è persistente e ingravescente, è possibile emettere tale diagnosi con ragionevole confidenza.

Dr.ssa Silvia Rossi, DVM Dipl ECVCP – Dr.ssa Giulia Mangiagalli, DVM

 

Bibliografia:

  • Weiss DJ, Wardrop KJ. Schalm’s Veterinary Hematology. Sixth edition. 2010
  • Harvey JV Veterinary Hematology, a Diagnostic Guide and Color Atlas. First Edition, 2012
  • Lucroy et al. Clinical outcome and diseases associated with extreme neutrophilic leukocytosis in cats: 104 cases (1991–1999). JAVMA, Vol 218, 2001
  • Bauer et al. Feline leukocyte adhesion (CD18) deficiency caused by a deletion in the integrin beta-2 (ITGB2) gene: Feline leukocyte adhesion deficiency. Vet Clin Pathol. 2017
  • Gaunt et al. Extreme neutrophilic leukocytosis in a dog with hepatozoonosis. J Am Vet Med Assoc. 1983 Feb 15;182(4):409-10.
  • Lobbetti et al. Leukaemoid response in two dogs with Babesia canis infection. J S Afr Vet Assoc.1995 Sep;66(3):182-4.
  • Sharkey et al. Production of granulocyte colony-stimulating factor and granulocyte-macrophage colony-stimulating factor by carcinomas in a dog and a cat with paraneoplastic leukocytosis. J Vet Intern Med. 1996;10:405-408.
  • Hammes et al. Canine sterile neutrophilic dermatosis (resembling Sweet’s syndrome) with severe extracutaneous manifestations. Band 161, Heft 4, April 2019, 231–238,
  • Thompson et al. Paraneoplastic leukocytosis associated with a rectal adenomatous polyp in a dog. J Am Vet Med Assoc. 1992;201:737-738.
  • Dole et al. Paraneoplastic leukocytosis with mature neutrophilia in a cat with pulmonary squamous cell carcinoma. J Feline Med Surg. 2004;6:391-395.
  • Jark et al. Paraneoplastic neutrophilic leukocytosis syndrome in a cat with recurrent mammary carcinoma. Journal of Feline Medicine and Surgery Open Reports. 2015

Danno Epatocellulare, Colestasi ed Insufficienza epatica: facciamo un po’ di chiarezza

Molto spesso la diagnosi di una patologia epatobiliare è complessa e non priva di sfide, sia perché i segni clinici sono spesso aspecifici ed in molti pazienti la malattia può essere subclinica almeno in fase iniziale (ad esempio prima che si manifestino sintomi di insufficienza epatica ci deve essere una marcata riduzione di tessuto epatico funzionale) sia perché raramente è possibile una diagnosi specifica senza l'ausilio di una biopsia istologica. Talvolta nemmeno quest’ultima riesce ad individuare l’eziopatogenesi della condizione in atto. Esami emato-biochimici, esame delle urine, esami citologico ed istologico svolgono comunque un ruolo importante nella diagnosi: in questa pillola cercheremo di definire i principali processi che possono coinvolgere il parenchima epatico e di descrivere le principali alterazioni clinico-patologiche che si possono riscontrare.

DANNO EPATOCELLULARE

Le potenziali cause di danno epatocellulare sono davvero numerose e per un elenco dettagliato rimandiamo a testi di medicina interna.

Più in generale, indipendentemente dalla causa che li danneggia, gli epatociti possono andare incontro a necrosi (danno irreversibile) oppure subire un danno alla membrana cellulare (reversibile o irreversibile) e in entrambi i casi possono rilasciare i loro enzimi citoplasmatici nel torrente circolatorio. Per determinare la presenza e l’eventuale entità di un danno epatico vengono quindi misurate le attività di questi enzimi che sono presenti in alte concentrazioni negli epatociti: un aumento della loro attività sierica NON è dovuta ad un aumento della loro sintesi ma alla loro perdita attraverso le membrane cellulari danneggiate. In generale si considera lieve un aumento di 2-3 volte al di sopra dell’intervallo di riferimento, moderato di 4-5 volte e marcato di 10 volte. I livelli sierici degli enzimi dipendono sia dal numero di cellule coinvolte sia dalla gravità del danno, ma NON sono correlati né con la reversibilità o irreversibilità del danno né con la funzionalità epatica. Infatti, un danno epatocellulare acuto può determinare un aumento marcato degli enzimi sierici ma può essere reversibile, senza evidenti segni clinici e può non compromettere la funzionalità epatica; al contrario, in uno stadio terminale di insufficienza epatica si possono osservare solo lievi aumenti a causa di una marcata riduzione degli epatociti vitali.

 

ALT e AST

I principali enzimi conosciuti e studiati come marker di danno epatocellulare sono: alanina aminotransferasi (ALT o GPT) e aspartato aminotransferasi (AST o GOT).  Segnaliamo anche altri enzimi misurati più raramente quali sorbitolo deidrogenasi (SDH), glutammato deidrogenasi (GLDH), lattato deidrogenasi (LDH). Ad eccezione di SDH e GLDH (utilizzati per di più nei grossi animali), questi enzimi si trovano anche in altri tipi di cellule quindi il loro aumento non è sempre specifico di danno epatico.

L’ALT si trova in alte concentrazioni nel citoplasma (+++) e nei mitocondri degli epatociti ed in misura minore in altri organi tra i quali muscolo scheletrico e cardiaco, rene ed eritrociti (gatto). Viene utilizzata come marker più specifico di danno epatocellulare rispetto alla AST.

L’AST infatti è presente in quantità molto più significative nel muscolo scheletrico, poi in fegato (citoplasma e soprattutto nei mitocondri e quindi indica un danno epatocellulare potenzialmente più grave rispetto alla ALT), cervello, rene, eritrociti e muscolo liscio cardiaco. Un aumento di AST deve sempre essere interpretato insieme al valore di CK (creatinchinasi): un marcato aumento di entrambe a fronte di un aumento non solidale della ALT deve far pensare alla presenza di danno muscolare piuttosto che di danno epatocellulare.

COLESTASI

Per definizione, con colestasi si intende un’interruzione o riduzione del flusso biliare nei canalicoli e/o cistifellea. Si distinguono due tipi di colestasi:

STRUTTURALE (impedimento fisico al flusso biliare)

  • Intraepatica (con coinvolgimento dei canalicoli biliari e dell’area portale): aumento del volume degli epatociti (lipidosi epatica, grave epatopatia da corticosteroidi nel cane, diabete), gravi infiltrati cellulari di natura infiammatoria e neoplasie primarie o metastatiche, fibrosi, presenza di calcoli/fango biliare;
  • Extraepatica (che coinvolge il sistema biliare extraepatico): flogosi (colangiti, pancreatite), neoplasie (pancreas, duodeno, vie biliari), presenza di calcoli/mucocele della cistifellea.

FUNZIONALE (infrequente nel cane, più frequente nel gatto)

In questo caso vi è una ridotta escrezione di bilirubina coniugata per un difetto nei trasportatori necessari per il trasporto attivo degli acidi biliari nei canalicoli; recenti studi indicano che anche nei problemi strutturali la colestasi possa essere dovuta ad un’insufficiente regolazione dei trasportatori. Endotossine batteriche (+++ Escherichia coli e Staphylococcus intermedius), farmaci, ormoni, citochine (TNFα, IL-6), accumulo di acidi grassi liberi possono causare una colestasi funzionale.

È importante sottolineare che in caso di colestasi funzionale potrebbero non riscontrarsi aumenti marcati degli enzimi inducibili ALP e GGT (vedi dopo).

 

ALP e GGT

I principali marker di laboratorio che possiamo misurare per diagnosticare una colestasi sono la fosfatasi alcalina (ALP) e la γ-glutamil transferasi (GGT). ALP e GGT sono enzimi presenti sulla membrana cellulare degli epatociti ma soprattutto delle vie biliari e sono enzimi “inducibili” (a differenza di ALT e AST), ovvero la maggiore attività sierica di questi enzimi è dovuta ad un aumento della loro sintesi. L’ALP è presente in diverse isoforme e si trova associata anche alle membrane cellulari in osso, rene, intestino, placenta ed in misura minima nei leucociti (monoblasti e granulociti eosinofili). SOLO NEL CANE inoltre esiste un’isoforma (C-ALP) indotta dai corticosteroidi (endogeni o esogeni). La GGT invece è presente anche in rene, pancreas, intestino, ghiandola mammaria ed epididimo; anch’essa può essere indotta dai corticosteroidi o da altri farmaci come gli anticonvulsivanti ma in misura nettamente inferiore rispetto a ALP. Sia ALP che GGT aumentano in corso di colestasi poiché l’aumentata pressione che si crea all’interno del sistema biliare induce iperplasia dell’epitelio biliare e di conseguenza un aumento della loro sintesi.

Per quanto riguarda il loro ruolo come marker di colestasi bisogna fare una distinzione tra cane e gatto:

  • Cane: ALP ha una buona sensibilità (circa 85%) ma è meno specifico della GGT in quanto la sua attività può aumentare in corso di diverse altre condizioni, come ad esempio l’induzione da corticosteroidi. La GGT è molto più specifica e più sensibile per colestasi.
  • Gatto: ALP ha una scarsa sensibilità poiché, avendo un’emivita molto breve in questa specie (poche ore) non si riscontrano aumenti marcati in corso di colestasi (fa eccezione la lipidosi, condizione in corso della quale ALP aumenta mentre GGT può essere normale), mente la GGT risulta più sensibile e specifica.

 

BILIRUBINA SIERICA E BILIRUBINURIA

La bilirubina (+++ coniugata) che non riesce ad essere escreta con la bile in corso di colestasi si accumula nel sangue e si riversa nelle urine. ALP e GGT hanno una maggiore sensibilità rispetto alla sola valutazione dei livelli di bilirubina sierica o bilirubinuria in corso di colestasi. L’aumento di bilirubina sierica come marker di colestasi oltre ad essere poco sensibile è inoltre poco specifica, poiché può aumentare sia in corso di ittero pre- epatico, vale a dire in seguito a emolisi gravi e acute, sia in corso di insufficienza epatica (ittero epatico, per incapacità del fegato di coniugare o “processare” la bilirubina).

 

Altre alterazioni clinico-patologiche (poco specifiche) che si possono riscontrare in corso di colestasi sono:

Ipercolesterolemia (per diminuita escrezione del colesterolo nella bile), assorbimento anormale della vitamina K con conseguente carenza dei fattori della coagulazione vitamina k-dipendenti (con allungamento dei tempi coagulativi), aumento della concentrazione degli acidi biliari.

INSUFFICIENZA EPATICA

L'insufficienza epatica rappresenta una grave compromissione della funzionalità epatica dovuta a una perdita superiore al 70-75% del tessuto funzionale epatico. Essa implica una sindrome clinica, cioè segni clinici correlati alla disfunzione epatica (es. encefalopatia epatica, diatesi emorragica, fotosensibilizzazione) e alterazioni degli esami di laboratorio conseguenti all’incapacità del fegato di produrre proteine, eliminare antigeni o altre sostanze tossiche dal sangue (es. ammoniaca, acidi biliari). In base al tempo che impiega il danno funzionale a verificarsi si parla di:

  • INSUFFICIENZA EPATICA ACUTA: insorgenza acuta/improvvisa (da poche ore a pochi giorni) in assenza di patologie epatiche preesistenti. Tra le cause più comuni troviamo farmaci (es. paracetamolo, carprofen, fenobarbital nel cane e diazepam nel gatto, etc), tossine ambientali (es. amanita falloide e aflatossine nel cane, cycas, xylitolo), virus (Herpesvirus, CAV-1), agenti infettivi/endotossine (Leptospira, clostridi, Salmonella), neoplasie, ischemia, lipidosi. In generale la perdita di tessuto epatico funzionale è dovuta alla necrosi e alla risposta infiammatoria del sistema immunitario per il grave danno ossidativo e la produzione di metaboliti attivi.
  • INSUFFICIENZA EPATICA CRONICA: insorgenza lenta (anche di mesi) secondaria ad una patologia epatica preesistente (es epatite cronica attiva, epatite cronica idiopatica o da accumulo di rame).

Quando sono presenti difetti di sintesi o comunque alterazioni di laboratorio che indicano una ipofunzionalità epatica ma non è ancora presente una insufficienza epatica con relativi segni e sintomi clinici è possibile parlare di disfunzione epatica. Un paziente può infatti presentare alterazioni clinico-patologiche suggestive di diminuita funzionalità senza avere una perdita del tessuto funzionale epatico maggiore del 70%; un classico esempio è lo shunt portosistemico in corso del quale possono essere presenti diminuzione dell’urea o aumento degli acidi biliari in assenza di insufficienza epatica.

I difetti di funzionalità epatica (in corso sia di disfunzione che di insufficienza epatica) possono essere sospettati in caso siano presenti le seguenti alterazioni clinico-patologiche (in particolar modo se sono presenti contemporaneamente alcune di esse):

  • ↓ UREA: in seguito a diminuita sintesi a partire da ammonio e cataboliti azotati. Poiché l’urea contribuisce in larga misura a determinare la tonicità della midollare renale, una sua diminuzione comporta una ridotta capacità di concentrare le urine e di conseguenza la comparsa di PU/PD con diminuzione del peso specifico urinario.
  • ↓ COLESTEROLO: per alterazione del metabolismo dei lipidi.
  • ↓ ALBUMINA: in seguito a diminuita sintesi. Può anche diminuire in quanto proteina di fase acuta negativa se presente concomitante flogosi.
  • ↓ GLUCOSIO per diminuzione della gluconeogenesi, delle riserve di glicogeno, per ritardo della clearance dell’insulina.
  • ↑ BILIRUBINA TOTALE (ittero epatico): per diminuzione dell'uptake della bilirubina non coniugata, incapacità di coniugarla ed escretarla con la bile.
  • ALTERAZIONI DEL PROFILO COAGULATIVO CON ↑ PT, ↑ aPTT, ↓FIB, ↓ATIII, ↑ DDIMERI, ↑ FdP: per minor sintesi epatica dei fattori (sia coagulativi che anticoagulanti), difetto di assorbimento della vitamina K (e conseguente mancata funzionalità dei fattori vitamina K dipendenti); una complicanza frequente in corso di insufficienza epatica è la DIC (coagulazione intravasale disseminata) come risultato finale delle alterazioni emostatiche presenti.
  • ↑ ALT, ↑ AST, ↑ALP e ↑ GGT: SOLO ed ESCLUSIVAMENTE nel caso in cui siano presenti oltre alla disfunzione epatica, anche il danno epatocellulare (ad esempio nei casi di insufficienza epatica acuta) e/o la colestasi. È importante sottolineare che se in corso di insufficienza/disfunzione epatiche (soprattutto nel caso di condizioni ad insorgenza cronica) non è presente un danno epatocellulare contemporaneo e “attivo”, enzimi quali ALT, AST, ALP, LDH etc sono negli intervalli di riferimento. Viceversa, come già affermato in precedenza, è possibile che sia presente un severo danno epatocitario, magari localizzato, con marcato aumento di questi enzimi senza che sia presente un danno superiore al 70% della massa funzionale epatica (insufficienza epatica).
  • ESAME DELLE URINE: ↓ peso specifico (per ridotta sintesi di urea), BILIRUBINURIA e presenza di CRISTALLI DI URATO D’AMMONIO, URATI AMORFI E ACIDO URICO (per le elevate concentrazioni di ammoniaca).

Bisogna sempre ricordare che queste alterazioni sono però poco sensibili e specifiche, vale a dire possono rispettivamente non essere presenti nelle forme iperacute o lievi e iniziali che ancora non hanno compromesso la maggior parte della massa funzionale epatica (bassa sensibilità) e possono essere riscontrate anche in corso di altre patologie (bassa specificità), soprattutto nel caso in cui si presentino isolatamente e non tutte insieme.

Altri test di funzionalità epatica che ci possono aiutare nella diagnosi di insufficienza epatica e dei quali parleremo nella prossima pillola di Patologia Clinica, sono:

  • AMMONIEMIA: sensibilità molto alta per insufficienza epatica e shunt porto-sistemico ma campione instabile;
  • ACIDI BILIARI: sensibilità alta per insufficienza epatica e shunt porto-sistemico.

 

Dr.ssa Silvia Rossi, DVM ECVCP dip. – Dr.ssa Marta Attini, DVM

 

BILIOGRAFIA

  • https://eclinpath.com/chemistry/liver/
  • DuHadway MR et al. Retrospective evaluation of xylitol ingestion in dogs: 192 cases (2007-2012). J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 25(5): 646-654, 2015
  • Ferguson D et al. Survival and prognostic indicators for cycad intoxication in dogs. J Vet Intern Med.  25(4) :831-837, 2011
  • Lawrence YA and Steiner JM. Laboratory evaluation of the liver. Vet Clin North Am Small Anim Pract 47(3): 539-553, 2017
  • Lester C et al. Retrospective evaluation of acute liver failure in dogs (1995-2012): 49 cases. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 26(4): 559-567, 2016
  • Lidbury AJ and Suchodolski JS. New advances in the diagnosis of canine and feline liver and pancreatic disease. Vet J 215: 87-95, 2016
  • Puschner B and Wegenast C. Mushroom poisoning cases in dogs and cats: diagnosis and treatment of hepatotoxic, neurotoxic, gastroenterotoxic, nephrotoxic, and muscarinic mushrooms. Vet Clin North Am Small Anim Pract 42(2): 375-387, 2012
  • Stockham L, Scott MA. Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology. Second Edition. Blackwell Publ. 2008.
  • Tamborini A et al. Bacterial Cholangitis, Cholecystitis, or both in Dogs. J Vet Intern Med 30(4): 1046-1055, 2016
  • Thawley V. Acute Liver Injury and Failure Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2017 May;47(3):617-630.